一种茶树miRNA及其应用

摘要

本发明公开了一种茶树miRNA及其应用，该茶树miRNA的碱基序列如SEQ ID NO.1所示。本发明通过Solexa高通量测序技术、生物信息学分析、RT‑PCR等技术，首次从茶树浙农139品种中鉴定了miR32及其前体，该前体的碱基序列如SEQ ID NO.2所示。通过5'RLM‑race、烟草瞬时表达、实时荧光定量PCR等技术，证明miR32可以负调控茶树GS1；1基因表达。通过GS1；1在拟南芥中过表达验证其在茶树氮素代谢中的重要作用，表明miR32参与调控茶树氮素代谢，提高茶树氮肥利用效率，改善茶叶品质如提高茶氨酸含量等方面具有潜在应用价值。

权利要求

1.一种茶树miRNA，其特征在于，碱基序列如SEQ ID NO.1所示。

2.一种茶树miRNA前体，其特征在于，碱基序列如SEQ ID NO.2所示。

3.转录形成如权利要求2所述茶树miRNA前体的DNA片段，其特征在于，所述DNA片段的碱基序列如SEQ ID NO.3所示。

4.如权利要求1所述的茶树miRNA在抑制谷氨酰胺合成酶基因GS1；1表达中的应用。

说明书

一种茶树miRNA及其应用

技术领域

[0001] 本发明涉及植物学技术领域，尤其涉及一种茶树miRNA及其应用。

背景技术

[0002] 茶是世界三大饮料作物之一，富含丰富的代谢产物，对人体健康有重要作用。这些代谢产物受植物体内氮素代谢的影响。氮代谢是植物体内重要的物质和能量代谢过程，其中谷氨酰胺合成酶(GS；EC 6.3.1.2)是氮素代谢中的关键酶，其在ATP的供能下，催化NH4+合成谷氨酰胺，然后在谷氨酸合酶的作用下将谷氨酰胺的酰胺转化到酮戊二酸中，从而生成两分子的谷氨酸。GS/GOGAT是高等植物氮同化的主要途径，目前在茶树中已相继克隆得到谷氨酰胺合成酶的编码基因GS1；1基因，其可以受转录因子Dof，14-3-3蛋白的调控，从而参与植物的氮素代谢过程。

[0003] microRNA(miRNA)是由18-25个核苷酸组成的非编码RNA，首先由基因组转录，形成带帽状结构和多聚腺苷酸尾巴的初级miRNA(Pri-miRNA)。Pri-miRNA经核酸酶Drosha处理后形成约70nt的含茎环结构的前体miRNA(pre-miRNA)，其后又经核酸酶剪切为成熟的miRNA。miRNA通过碱基非完全配对与靶基因mRNA3'utr序列结合，引导沉默复合体(RNA-induced silencing complex,RISC)降解mRNA或抑制mRNA的翻译，从而调控基因表达。一个miRNA可结合多个靶基因，而一个mRNA也可由多个miRNA共同调节。这个复杂的调节网络即可通过一个miRNA来调控多个基因的表达，也可以通过几个miRNA的组合来精细调控某个基因的表达。

[0004] 近年来，对于植物miRNA及其生物学功能的研究已成为热点，研究对象主要集中在模式植物拟南芥和水稻，玉米等模式作物中，而对于茶树的miRNA序列信息被发现相对较少，通过高通量测序及直接克隆获得了部分miRNA，其功能的研究报道更为少见。公布号为CN104830859A的专利文献公开了一种茶树miRNA及其应用，该茶树miRNA的碱基序列如SEQ ID NO.1所示。本发明通过Solexa高通量测序技术、生物信息学分析等技术，首次从茶树浙农139中鉴定了miR156及其前体Cs-miR156g，并通过不同氮素处理验证了不同氮素条件下miR156的表达差异，得出儿茶素总量与miR156呈显著负相关关系的结论，证明本发明茶树miRNA(miR156)及其前体Cs-miR156g在调控茶树儿茶素表达中起到重要作用，茶树miRNA(miR156)及其前体Cs-miR156g的表达可抑制茶树中儿茶素的合成，在优质茶叶品种的培育中具有潜在应用价值。

[0005] 因此，借鉴上述方法进一步发掘和鉴定茶树中的miRNA，对其靶基因进行鉴定，尤其是调控茶树氮素代谢的miRNA，从而在转录后水平调控茶树的氮素代谢，提高茶树的氮素利用效率，改善茶叶的品质。

发明内容

[0006] 本发明提供了一种茶树特异miRNA及其应用，该miRNA能够调控茶树的氮素代谢，可应用于提高茶树氮素利用效率，改良茶叶的品质。

[0007] 一种茶树miRNA，碱基序列如SEQ ID NO.1所示。

[0008] 本发明的茶树miRNA是从茶树浙农139品种幼苗的新梢中提取筛选得到，命名为miR32，利用5'RLM-race技术鉴定茶树miR32的靶基因NCBI登录号为AB115183，该靶基因为茶树谷氨酰胺合成酶的编码基因GS1；1。谷氨酰胺合成酶是茶树氮素代谢中的关键酶，因此本发明鉴定出的茶树miR32在茶树氮素代谢中起重要作用。

[0009] 上述茶树miRNA的前体，碱基序列如SEQ ID NO.2所示。

[0010] 转录形成上述茶树miRNA前体的DNA片段，碱基序列如SEQ ID NO.3所示。

[0011] 本发明通过生物信息学预测茶树miR32的前体序列，PCR扩增，得到转录形成茶树miR32前体的DNA片段，测序得到DNA片段的核苷酸序列信息，进而分析出茶树miRNA前体的碱基序列。

[0012] 本发明将转录形成茶树miR32前体的DNA片段插入了载体中得到重组质粒，有利于茶树miR32的稳定保存。可根据具体情况选用合适的载体，作为优选原始载体可为pCAMBIA系列的植物表达载体，具体可选用pCAMBIA1301。

[0013] 本发明还提供了上述的茶树miRNA在抑制谷氨酰胺合成酶基因GS1；1表达中的应用。

[0014] 本发明采用烟草瞬时表达技术证明茶树miR32抑制谷氨酰胺合成酶基因GS1；1的表达，茶树miR32作用于靶基因mRNA的3'UTR序列。

[0015] 本发明提供了上述茶树miRNA在调控茶树氮素代谢中的应用。

[0016] 谷氨酰胺合成酶参与植物体内氮代谢的最主要途径。miR32表达上调时，GS1；1表达呈现下调。反之miR32表达下调时，GS1；1表达呈现上调。因此通过miR32基因可控制GS1；1的表达，从而实现茶树氮代谢调控。

[0017] 本发明提供了上述茶树miRNA的前体在调控茶树氮素代谢中的应用。

[0018] 本发明具备的有益效果：本发明通过Solexa高通量测序技术、生物信息学分析、RT-PCR等技术，首次从茶树浙农139品种中鉴定了miR32及其前体。通过5'RLM-race、烟草瞬时表达、实时荧光定量PCR等技术，证明miR32可以负调控茶树GS1；1基因表达。通过GS1；1在拟南芥中过表达验证其在茶树氮素代谢中的重要作用，表明miR32参与调控茶树氮素代谢，提高茶树氮肥利用效率，改善茶叶品质如提高茶氨酸含量等方面具有潜在应用价值。

附图说明

[0019] 图1为茶组植物miR32前体比对。

[0020] 图2为miR32的前体结构。

[0021] 图3为注射不同载体的烟草叶片GUS染色观察，其中(A)单独注射miR32；(B)单独注射空载pCMBIA1301；(C)单独注射GS1；1；(D)共注射miR32和GS1；1。

[0022] 图4为miR32及GS1；1在缺氮处理下的表达分析，其中(A)缺氮2h，miR32表达情况；(B)缺氮48h，miR32表达情况；(C)缺氮2h，GS1；1表达情况；(D)缺氮48h，GS1；1表达情况。

[0023] 图5为在不同氮素处理下miR32及GS1；1的表达情况，其中(A)和(B)分别为芽叶和根中miR32的表达分析，(C)和(D)分别为芽叶和根中GS1；1的表达分析。

[0024] 图6为转基因拟南芥在不同浓度铵条件下培养的形态观察结果，其中A1和A2为对照；B1和B2为4mM铵条件下生长情况；C1和C2为20mM铵条件下生长情况。

[0025] 图7为转基因拟南芥在不同浓度铵条件下的生物量测定结果，其中(A)为莲座叶鲜重；(B)为根鲜重；(C)为抽薹茎鲜重。

[0026] 图8为转基因拟南芥的生化指标测定结果，其中(A)为游离氨基酸含量测定结果；(B)为可溶性糖含量测定结果。

具体实施方式

[0027] 下面结合具体实施例对本发明作进一步的阐述和说明，但本发明所保护范围不限于此。

[0028] 下列实施例中的实验方法，如无特殊说明，均为本领域常规方法，所用的材料、试剂等，如无特殊说明，均可从商业途径中获得。

[0029] 实施例1miR32的发掘和鉴定

[0030] 1.植物材料和样品的准备

[0031] 取茶树(Camellia sinensis)浙农139品种一年生扦插苗，置于人工气候室中水培，采摘茶树幼苗的一芽二叶，液氮速冻后，-70℃冰箱冷冻备用。

[0032] 2.茶树miRNA的高通量测序

[0033] 采用Trizol法提取茶树RNA

[0034] 1)取茶树新梢100mg，迅速加液氮冷冻研磨至粉末状；

[0035] 2)将粉末转至1.5mL离心管内，加入1000ml Trizol试剂，冰上放置5min；

[0036] 3)加入200μL氯仿，盖紧管盖，用手用力摇晃试管15s，使其充分混匀，静置5min后，4℃12000r/min离心15min；

[0037] 4)小心吸取上层水相500μL转入新的1.5mL离心管中，加入等体积异丙醇，上下轻轻颠倒10次，室温放置10min，4℃、12000r/min离心10min；

[0038] 5)小心倒掉上清，留取沉淀。加1mL75％乙醇振荡洗涤两次，4℃、7500r/min离心5min；

[0039] 6)倒去乙醇，将离心管放置超净台开风机吹干，注意不能让RNA沉淀完全干燥，后加入30μL ddH2O溶解沉淀；

[0040] 7)将获得的RNA样品，进行浓度、纯度和完整性检验。

[0041] 所提取RNA OD260/OD280在1.8左右，电泳显示28S和18S条带清晰，无降解，表明提取RNA质量合格。

[0042] 提取质量合格的RNA用于构建miRNA文库，miRNA文库的构建按照Illumian Sample Seperation Protocol文库构建方法进行，然后采用Solexa高通量测序，交由联川生物技术有限公司完成，获得18～30nt的miRNA序列。

[0043] 3.miRNA的鉴定

[0044] Solexa测序得到RAW reads数据后，对Solexa测序所得到的原始数据进行生物信息学分析。

[0045] 首先通过步骤2中获得的原始序列进行去接头、去低质量、去污染、去载体序列等处理，得到可用于后续分析的干净序列；然后，将其与已有的茶树转录组数据库进行BLAST，将比对到的茶树EST序列进行二级结构分析，若能形成类似miRNA前体(pre-miRNA)的稳定茎环结构，则可以认为该序列是茶树的miRNA。通过该方法，鉴定出茶树特异miR32，其成熟序列为：UUGGAAAAGGAAAGGGAAAAGGU(如SEQ ID NO.1所示)。

[0046] 4.miR32靶基因的鉴定

[0047] 采用TAKARA公司5’-Full RACE试剂盒进行试验，鉴定茶树miR32的靶基因NCBI登录号为AB115183。

[0048] 实施例2茶树Cs-miR32前体序列的克隆

[0049] 1.植物材料和样品的准备

[0050] 取茶树(Camellia sinensis)浙农139品种一年生扦插苗，置于人工气候室中水培，采摘茶树幼苗的一芽二叶，液氮速冻后，-70℃冰箱冷冻备用。

[0051] 2.植物基因组DNA的提取

[0052] 采用改良的CTAB法，提取茶树基因组DNA，方法如下：

[0053] 1)取茶树新梢0.1g置于预冷研钵中，加少许PVPP，液氮迅速研磨成粉末状；

[0054] 2)将粉末转入1.5mL离心管，加入600μL预热的CTAB缓冲液(含1％巯基乙醇)；

[0055] 3)65℃水浴1h，每隔10min轻摇一次，保证细胞充分裂解；

[0056] 4)冷却至室温，加入等体积24:1的氯仿/异戊醇，上下混匀，10000rpm离心10min；

[0057] 5)收集上清，加等体积24:1氯仿/异戊醇，上下混匀，10000rpm离心10min；

[0058] 6)收集上清，加入等体积预冷异丙醇，轻轻混匀；

[0059] 7)-20℃静置30min以上，7500rpm离心5min，收集沉淀，加入200μL ddH2O溶解沉淀；

[0060] 8)微量分光光度计和琼脂糖凝胶电泳检测提取基因组DNA浓度和纯度。所提取DNA的OD260/OD280在2.0左右，电泳有清晰条带。

[0061] 3.miR32前体序列的扩增

[0062] 以提取合格的基因组DNA为模板，根据生物信息学预测的miR32前体序列，设计引物如下：

[0063] 上游引物F1：CTATTTCTAAGTTTGGTATG(SEQ ID NO.4)；

[0064] 下游引物R1：CATTCTCAGATTTTTGGT(SEQ ID NO.5)；

[0065] 配置PCR反应体系(50μL)：

[0066]

[0067] 反应条件：94℃预变性4min，94℃变性30s，58℃退火30s，72℃延伸30s，30个循环，72℃延伸7min。

[0068] 产物以2％琼脂糖凝胶电泳检测，对PCR产物进行切胶回收测序，测序结果如SEQ ID NO.3所示，从而得到茶树miR32的前体序列，如SEQ ID NO.2所示。

[0069] 4.miR32前体序列信息分析

[0070] miR32的前体序列能够形成稳定的茎环二级结构(图2)，茶组植物中miR32序列相对保守(图1)。

[0071] 实施例3茶树miR32对GS1；1的负调控验证

[0072] 1.瞬时表达载体构建

[0073] 首先根据pcambia1301载体序列，利用Primer Primer5.0设计构建瞬时表达载体的引物序列，由于miR32预测的剪切位点在GS1；1的3’UTR处，设计引物将靶基因与GUS融合。MiR32载体的构建将miR32序列取代GUS。如SEQ ID NO.6-9所示引物序列为：

[0074] MiR32F:CCATGGCTATTTCTAAGTTTGGTATG(NcoI)；

[0075] MiR32R:GGTAACCCATTCTCAGATTTTTGGT(BstEII)；

[0076] GUTRF:GCTAGCATGGCTTTGCTATCAGATCTCATC(NheI)；

[0077] GUTRR:GGTAACC AAGAAAATAACAAGACATACTC(BstEII)；

[0078] PCR扩增后，进行回收转化

[0079] 2.目的片段和载体双酶切

[0080] 参照NEB公司内切酶说明书，将含有上述miR32片段的质粒及pcambia1301载体质粒进行双酶切，酶切体系如下：

[0081]

[0082] 37℃酶切过夜，1％琼脂糖凝胶电泳检测，切胶回收酶切目的片段及线性载体。

[0083] 3.载体构建

[0084] 按照NEB公司T4连接酶说明书，将纯化的GS1；1酶切片段及pCambia1301载体连接，连接体系如下：

[0085]

[0086] 16℃连接过夜后，将连接产物转化大肠杆菌DH5α，涂抹在含有卡那霉素抗性的LB平板上，37℃培养16小时，挑取单克隆，经菌液PCR和双酶切验证后，进行质粒抽提，最终获得pcambia1301-miR32，pcambia1301-GS1；1+3’UTR载体。

[0087] 4.农杆菌瞬时注射烟草叶片

[0088] 电击转化农杆菌后，将菌液涂布含卡那霉素(50μg/mL)的LB固体培养基，28℃倒置培养2-3天，挑取单克隆，菌液PCR验证正确后，扩大培养，28℃，220rpm，振荡培养，摇至OD600值约为0.8时，准备注射。6000g，10min离心收集菌体，用重悬液(10mM MgCl2，10mM MES pH5.7，10μM乙酰丁香酮)稀释至OD600为0.5左右，用5mL注射器将菌液从叶片下表皮注射到烟草叶片里，注射后，烟草叶片会出现湿润的现象。室温下暗处生长5天。对注射叶片进行GUS染色。

[0089] 如图3所示miR32单独注射叶片，叶片未有蓝色斑点出现(图3A)，空载pcambia1301单独注射时，叶片注射点周围出现大量蓝色斑点(图3B)，pcambia1301-miR32与空载pcambia1301混合共注射后，叶片周围同样也出现了大量的蓝色斑点，与图B类似(图3C)，pcambia1301-miR32与含有靶基因GS1；1+3’UTR的载体混合共注射后，叶片注射点周围蓝色斑点的数量明显减少(图3D)。

[0090] 实施例4茶树miR32在调控茶树氮素代谢中的应用

[0091] 1.茶树材料及处理条件

[0092] 采用浙农139和龙井长叶一年生扦插苗，室温与培养1月后，进行缺氮和不同氮素形态处理，采集新梢一芽二叶和根，进行基因表达分析。

[0093] 2.总RNA的提取

[0094] 采用Trizol法(参照实施例1方法)提取茶树总RNA，微量分光光度计和琼脂糖凝胶电泳检测RNA质量。

[0095] 3.实时荧光定量PCR检测miR32及靶基因的表达量

[0096] 1)miR32茎环反转录合成cDNA

[0097] 采用TAKARA第一链cDNA合成试剂盒，设计茎环引物Stem-loop RT Primer：GTCGTATCCAGTGCAGGGTCCGAGGTATTCGCACTGGATACGACACCTTT(SEQ ID NO.10)，配置以下反应体系(20μL)：

[0098]

[0099] 将混匀的反应溶液置于65℃加热5min，之后放入冰中2min。然后放入PCR仪16℃热激30min，之后42℃60min，85℃5min使酶失活停止反转录。

[0100] 2)靶基因的反转录

[0101] 采用PrimeScript RT reagent Kit with gDNA Eraser(Pefect for Real Time)试剂盒，配置下列反应混合液(10μL):

[0102]

[0103]

[0104] 42℃反应2min后，配置以下反转录反应液(20μL)：

[0105]

[0106] 37℃反应15min后，85℃反应5min。

[0107] 3)实时荧光定量PCR

[0108] 反转录得到茶树cDNA第一链，以其为模板，采用TAKARA的SYBR PremixExTaqTM(TliRnaseH Plus)试剂盒及BIO-RAD公司的CFX-96荧光定量PCR仪，引物序列参照下表：

[0109]

[0110] 配置20μL反应体系：

[0111]

[0112] 反应条件：95℃预变性30s；95℃变性5s，58℃退火30s，40个循环；溶解曲线扩增条件：95℃15s，60℃1min，95℃15s。每个样品3次重复，分别以5.8SrRNA和26SrRNA为内参数据分析采用2-ΔΔCT方法进行分析。

[0113] 如图4所示，缺氮处理2h，芽叶中两品种miR32均下调表达(图4A)，而GS1；1在‘浙农139’中表现出明显的上调，‘龙井长叶’基本没有变化(图4C)。在根系中，miR32在两品种均上调表达，其中‘龙井长叶’上调要明显高于‘浙农139’(图4A)，而GS1；1表现出明显的下调，且‘龙井长叶’下调幅度更大(图4C)。缺氮处理48h后，两品种芽叶中miR32仍然下调表达，‘龙井长叶’下调更为明显(图4B)，而GS1；1在‘浙农139’中上调表达，‘龙井长叶’中下调表达(图4D)。在根系中两品种表现出明显的负调控关系，miR32显著上调表达，而GS1；1显著下调表达。由此可以看出，miR32在缺氮条件下负调控茶树GS1；1基因表达。

[0114] 如图5所示，与不供氮相比，供各种形态氮素都显著抑制了miR32的表达(图5A,B)，- +而GS1；1对不同氮素形态的响应有显著不同。NO3提高了在芽叶中GS1；1的表达量，供NH4 和(NH4++NO3-)的处理则显著降低了芽叶中GS1；1的表达(图5C)。在根系中，供NH4+显著诱导了GS1；1的表达，上调可达3倍，而供NO3-和(NH4++NO3-)对GS1；1的表达没有影响(图5D)。

[0115] 实施例5茶树GS1；1的转基因功能验证

[0116] 1.过表达载体的构建

[0117] 参照实施例3的方法

[0118] 2.浸花法转化拟南芥

[0119] 1)将农杆菌单克隆接种到含有卡那霉素的液体培养基，28℃，200rpm摇菌至OD600到0.6左右，4000rpm离心收集菌体，用100mL拟南芥转化buffer(1/10MS，蔗糖100g/L，Silwet-L77200μL/L)悬浮；

[0120] 2)选取生长状况良好的拟南芥，将其地上部浸泡在农杆菌悬浮液中1min，并用手轻轻抖动。用保鲜膜将整株植物密封，保持高湿的环境，暗培养1天后，揭去保鲜膜，给予正常光照和水分，直至种子成熟收获；

[0121] 3.转基因拟南芥形态观测生理生化指标的测定

[0122] 以筛选到的纯合系line4和line14为研究对象进行测定

[0123] 1)可溶性糖含量的测定

[0124] a.测定

[0125] 拟南芥称重后放入刻度试管中，加入10ml蒸馏水，于沸水中提取30min，提取液过滤入25ml容量瓶中，反复漂洗试管及残渣，定容至刻度。吸取0.5ml样品液于试管中，加蒸馏水1.5ml，向试管内加入0.5ml蒽酮乙酸乙酯试剂和5ml浓硫酸，摇匀，立即放入沸水浴中保温1min，取出后自然冷却至室温。在分光光度计上比色(波长630nm)，比色时须同时做空白测定，记录样品的吸光度(A)。

[0126] b.标准曲线绘制

[0127] 取标准糖溶液将其稀释成一系列不同浓度的溶液各10毫升，浓度分别为每毫升含糖0、20、40、60、80、100微克。将试管编号，依次将每管中加入2毫升上述葡萄糖标准溶液，再依次加入0.5ml蒽酮乙酸乙酯试剂和5ml浓硫酸，震荡使之完全混合，立即在沸水浴中保温1分钟，取出自然冷却至室温，以空白作对照，在分光光度计波长630nm下比色，测定各溶液的光密度，以光密度为纵坐标，糖溶液浓度为横坐标，绘出标准曲线。并求出标准曲线的直线方程。

[0128] c.计算公式：

[0129]

[0130] 式中：C—标准曲线查得糖的量(μg)；

[0131] V—提取液体积(mL)；

[0132] a—吸取样品液体积(mL)；

[0133] n—稀释倍数；

[0134] W—样品重量(g)。

[0135] 2)游离氨基酸含量的测定

[0136] a.测定

[0137] 参照茶叶游离氨基酸测定方法，吸取提取液1Ml，加入25mL容量瓶中，加入0.5mLpH8.0的磷酸盐缓冲液和0.5mL 2％茚三酮溶液，沸水浴加热15min。冷却后定容至
25mL。放置10min后，分光光度计测定570nm波长的吸光度值。

[0138] b.标准曲线绘制

[0139] 分别吸取0、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0的氨基酸标准液(1mL含谷氨酸0.1mg)于25mL容量瓶中，各加水4mL、pH8.0磷酸缓冲液0.5mL和2％茚三酮溶液0.5mL，沸水浴加热15min，冷却后加水定容至25mL，测定570nm波长的吸光度值，绘制标准曲线。

[0140] c.计算公式

[0141]

[0142] 式中：L1—试液总量，mL；

[0143] L2—测定用试液总量，mL；

[0144] C—标准曲线查得氨基酸的量(mg)；

[0145] m—样品重量(g)。

[0146] 4.结果分析

[0147] 如图6所示，以筛选到的拟南芥过表达株系line4和line14与野生型3周苗为材料，进行铵处理。处理一周后，可以明显看出，过表达Cs-GS1；1明显抑制了拟南芥的生殖生长，在各处理中，野生型抽薹均显著早于过表达植株，过表达植株抽薹数少于野生型。随铵浓度的增加，抽薹数减少，20mM铵抑制生殖生长。

[0148] 对生物量进行测定，如图7所示，莲座叶生物量随铵浓度的增加而增加，过表达Cs-GS1；1植株在0,4mM与野生型没有显著差异，而在20mM铵浓度下却极显著低于野生型；根系的变化与莲座叶基本类似。另外我们对莲座叶以上抽薹部分也进行了鲜重测定，在各种铵浓度下过表达Cs-GS1；1的植株极显著低于野生型，表明过表达Cs-GS1；1可能抑制了拟南芥生殖生长。

[0149] 对可溶性糖和游离氨基酸进行测定，如图8所示，随铵浓度的升高，可溶性糖含量逐渐降低，在各处理下，过表达Cs-GS1；1莲座叶可溶性糖含量均极显著低于野生型，表明Cs-GS1；1抑制了糖类物质的合成，可能是由于抑制了植株的碳代谢。游离氨基酸含量与可溶性糖含量趋势相反，在缺氮和高铵条件下，过表达植株均要高于野生型。