一种芦根多糖及其制备方法和用途转让专利
申请号 : CN202010279849.2
文献号 : CN111320708B
文献日 : 2021-08-31
发明人 : 刘克海 , 周睿美 , 崔明晓 , 王玉
申请人 : 上海海洋大学
摘要 :
本发明公开了一种芦根多糖及其制备方法和用途，属于天然高分子领域。芦根多糖PRP‑2具有如下式所示的由糖残基通过α‑L‑Fucp‑(1→，→2,3)‑α‑L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑Galp‑(1→依次连接的单元结构：其平均相对分子量为20332Da，主要由半乳糖、岩藻糖和鼠李糖的单糖组成，可通过芦根经水提醇沉为粗多糖后经阴离子交换柱和凝胶色谱柱层析分离纯化得到。本发明的芦根多糖PRP‑2可以保护RAW246.7巨噬细胞免受LPS诱导的细胞毒性损伤并抑制其NO的分泌，具有天然抗炎活性，可用于制备食品或药品用天然抗炎成分，特别是用于抗肿瘤药物。
权利要求 :
1.一种芦根多糖PRP‑2的制备方法，其特征在于，包括以下步骤：（1）芦根清洗干净，剪成小块，浸泡10 min，按照料液比1:8加入水后倒入搅拌机粉碎，
80℃超声辅助提取三次，每次50 min，得水提液；60 ℃减压浓缩，向浓缩液加入三倍体积的无水乙醇，室温静置24 h沉淀多糖，8000 r/min离心10 min，收集沉淀；
（2）蒸馏水溶解上述沉淀，浓度20%的三氯乙酸加入到水提液中，使其终浓度为3%去除蛋白质，4 ℃静置24 h，6000 r/min离心15 min取上清液，60 ℃减压浓缩除去有机试剂，将溶液浓缩冷冻干燥得粗多糖；
（3）取上述粗多糖配置成浓度为20 mg/mL的溶液，0.45 μm滤膜过滤后，经DEAE‑52纤维素离子交换柱分离，上样量为5 mL，依次用浓度为0、0.1、0.3、0.5 mol/L的NaCl溶液洗脱，手动收集，流速为150 mL/h，每管4 min，收集洗脱液后经浓缩、透析、冷冻干燥，得到芦根多糖PRP‑1；
（4）上述芦根多糖PRP‑1配置成浓度为50 mg/mL的溶液，0.22 μm滤膜过滤后，经Sephadex G‑100色谱柱分离，上样量为5 mL，用0.1 mol/L NaCl溶液洗脱，手动收集，流速为150 mL/h，每管4 min，收集洗脱液后经浓缩、透析、冷冻干燥，得到芦根多糖PRP‑2；
所述芦根多糖PRP‑2的平均相对分子量为20332 Da，由摩尔比为39.50:41.15:1的半乳糖、岩藻糖和鼠李糖的单糖组成。
2.权利要求1所述的芦根多糖PRP‑2在制备食品或药品用天然抗炎成分中的用途。
3.权利要求1所述的芦根多糖PRP‑2在制备功能性食品或抗肿瘤药物中的用途，其含有芦根多糖PRP‑2作为有效成分。
说明书 :
一种芦根多糖及其制备方法和用途
技术领域
[0001] 本发明涉及天然高分子领域，具体地说，是一种具有抗炎作用的芦根多糖及其制备方法和用途。
背景技术
[0002] 芦根，别称芦茅根、苇根、芦头、芦柴根，生于江河湖泽、池塘沟渠沿岸和低湿地，是历版中国药典和众多医药古籍收录的常用中药品种，芦根全年均可采挖，除去芽、须根及膜
状叶，鲜用或晒干。芦根归肺经、胃经，其功能为清热生津、除烦、止呕、利尿，可用于热病烦
渴、胃热呕吐、肺热咳嗽、肺痈吐脓、热淋涩痛，可内服，煎汤或鲜品捣汁，也可外用，取适量
煎汤洗。
状叶，鲜用或晒干。芦根归肺经、胃经，其功能为清热生津、除烦、止呕、利尿，可用于热病烦
渴、胃热呕吐、肺热咳嗽、肺痈吐脓、热淋涩痛，可内服，煎汤或鲜品捣汁，也可外用，取适量
煎汤洗。
[0003] 芦根在中国各地均有分布，其化学成分较复杂，其中多糖成分比例较大，此外还含有蛋白质、脂肪、天冬酰胺、黄酮类、蒽醌类、酚类、甾体类和小分子酚酸等多种成分。研究表
明，芦根多糖具有多种生物活性，例如降血脂活性、抗氧化活性、抗菌活性、保肝和体外抗肿
瘤活性等，目前国内外对于纯化的芦根多糖及其结构鉴定和抗炎活性尚未报道。
明，芦根多糖具有多种生物活性，例如降血脂活性、抗氧化活性、抗菌活性、保肝和体外抗肿
瘤活性等，目前国内外对于纯化的芦根多糖及其结构鉴定和抗炎活性尚未报道。
发明内容
[0004] 针对现有技术中的不足，本发明从芦根中分离出多糖，通过测定其平均相对分子量，并分析单糖组成、糖苷键的种类及连接顺序确定其具有天然的生物抗炎活性，具体技术
方案如下所述：
方案如下所述：
[0005] 本发明提供了一种具有生物抗炎活性的芦根多糖PRP‑2，具有如式Ⅰ所示的由三种糖残基通过α‑L‑Fucp‑(1→，→2, 3)‑α‑L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑Galp‑(1→依次连接的单
元结构：
元结构：
[0006]
[0007] （式Ⅰ）
[0008] 式Ⅰ中，n＞1，且为整数。
[0009] 根据本发明所述芦根多糖PRP‑2的一些实施方式，其平均相对分子量为20332Da。
[0010] 根据本发明所述芦根多糖PRP‑2的一些实施方式，其由包含但不限于半乳糖、岩藻糖和鼠李糖的单糖组成，且半乳糖、岩藻糖和鼠李糖的摩尔比为39.50:41.15:1。
[0011] 本发明还提供上述任一芦根多糖PRP‑2的制备方法，包括将芦根经过粗多糖提取和分离纯化处理的步骤；其中，
[0012] 所述粗多糖提取过程包括将所述芦根经过
[0013] （a）除杂、清洗和细碎；和
[0014] （b）水提醇沉后去除沉淀中蛋白质，得到芦根粗多糖的分步骤；
[0015] 所述分离纯化处理过程包括将所述芦根粗多糖经过
[0016] （c）阴离子交换柱层析，合并洗脱液后经浓缩、透析和冷冻干燥得到芦根多糖PRP‑1；和
[0017] （d）凝胶色谱柱层析，合并洗脱液后经浓缩、透析和冷冻干燥得到芦根纯多糖PRP‑2的分步骤。
[0018] 根据本发明所述芦根多糖PRP‑2的制备方法的一些实施方式，通过Sevag法去除沉淀中蛋白质。
[0019] 根据本发明所述芦根多糖PRP‑2的制备方法的一些实施方式，采用DEAE‑52纤维素离子交换柱，并依次经浓度为0、0.1mol/L、0.3mol/L和0.5mol/L的NaCl溶液进行梯度洗脱。
[0020] 根据本发明所述芦根多糖PRP‑2的制备方法的一些实施方式，采用Sephadex G‑100凝胶色谱柱，并经0.1mol/L的NaCl溶液洗脱。
[0021] 根据本发明所述制备芦根多糖PRP‑2的某一实施方式，包括步骤：
[0022] （1）将芦根清洗干净，剪成小块，浸泡10 min，料液比按照1: 8加入水后倒入搅拌机粉碎，80℃超声辅助提取三次，每次50 min，得水提液；60 ℃减压浓缩，向浓缩液加入三
倍体积的无水乙醇，室温下静置24 h沉淀多糖，8000 r/min离心10 min，收集沉淀；
倍体积的无水乙醇，室温下静置24 h沉淀多糖，8000 r/min离心10 min，收集沉淀；
[0023] （2）蒸馏水溶解沉淀，使用Sevag法除去除水提液蛋白质，静置24 h，6000 r/min离心15 min取上清液，随后60 ℃减压浓缩除去有机试剂，并将溶液浓缩冷冻干燥得芦根粗多
糖；
糖；
[0024] （3）取上述芦根粗多糖配置成浓度为20 mg/mL的溶液，0.45 μm滤膜过滤后，经DEAE‑52纤维素离子交换柱分离，上样量为5 mL，依次用浓度为0、0.1、0.3、0.5 mol/L NaCl
溶液洗脱，手动收集，流速为150 mL/h，每管4 min，收集第50‑70管，合并后经浓缩、透析、冷
冻干燥得到芦根多糖PRP‑1；
溶液洗脱，手动收集，流速为150 mL/h，每管4 min，收集第50‑70管，合并后经浓缩、透析、冷
冻干燥得到芦根多糖PRP‑1；
[0025] （4）上述芦根多糖PRP‑1配置成浓度为50 mg/mL的溶液，0.22 μm滤膜过滤后，经Sephadex G‑100色谱柱分离，上样量为5 mL，用0.1 mol/L NaCl溶液洗脱，手动收集，流速
为150 mL/h，每管4 min，收集第50‑60管合并后经浓缩、透析、冷冻干燥得芦根纯多糖PRP‑
2。
为150 mL/h，每管4 min，收集第50‑60管合并后经浓缩、透析、冷冻干燥得芦根纯多糖PRP‑
2。
[0026] 本发明还提供上述任一芦根多糖PRP‑2在制备食品或药品用天然抗炎成分中的用途。
[0027] 本发明还提供上述芦根多糖PRP‑2在制备功能性食品或抗肿瘤药物中的用途，其含有芦根多糖PRP‑2作为有效成分。
[0028] 与现有技术相比，本发明的有益效果在于：
[0029] 1. 本发明的芦根多糖PRP‑2可以保护RAW246.7巨噬细胞免受LPS诱导的细胞毒性损伤。LPS诱导的RAW246.7巨噬细胞产生较强的细胞毒性，细胞活力显著降低，经过PRP‑2作
用后细胞毒性降低，且呈剂量依赖性，低剂量（1 μg/mL）的芦根多糖即可对细胞毒性产生抵
抗作用，当芦根多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，就能够完全保护RAW246.7巨噬细胞免受
LPS诱导产生的细胞毒性损伤。
用后细胞毒性降低，且呈剂量依赖性，低剂量（1 μg/mL）的芦根多糖即可对细胞毒性产生抵
抗作用，当芦根多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，就能够完全保护RAW246.7巨噬细胞免受
LPS诱导产生的细胞毒性损伤。
[0030] 2. 本发明的芦根多糖PRP‑2能够抑制LPS诱导的RAW246.7巨噬细胞NO的分泌，减少细胞损伤，具有一定抗炎活性。随着芦根多糖PRP‑2的浓度逐渐增加，NO分泌量减少，在芦
根多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，NO的生成量明显减少，在浓度梯度范围内，此时的抗
炎作用最佳；当芦根多糖PRP‑2的浓度达到200 μg/mL时，其NO产率不再变化。
根多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，NO的生成量明显减少，在浓度梯度范围内，此时的抗
炎作用最佳；当芦根多糖PRP‑2的浓度达到200 μg/mL时，其NO产率不再变化。
附图说明
[0031] 图1是实施例1中芦根多糖PRP‑2的制备工艺流程图。
[0032] 图2是芦根多糖PRP‑2的DEAE‑52纤维素离子交换柱洗脱曲线。
[0033] 图3是芦根多糖PRP‑2的Sephadex G‑100凝胶色谱柱洗脱曲线。
[0034] 图4是芦根多糖PRP‑2的红外分光图谱。
[0035] 图5是芦根多糖PRP‑2的GC‑MS测定结果。
[0036] 图6是芦根多糖PRP‑2的COSY谱。
[0037] 图7是芦根多糖PRP‑2的TOCSY谱。
[0038] 图8是芦根多糖PRP‑2的HSQC谱。
[0039] 图9是芦根多糖PRP‑2的HMBC谱。
[0040] 图10是芦根多糖PRP‑2的MTT细胞活性实验结果。
[0041] 图11是芦根多糖PRP‑2的细胞NO生成量实验结果。
具体实施方式
[0042] 本发明的芦根多糖PRP‑2，具有如式Ⅰ所示的由三种糖残基通过α‑L‑Fucp‑(1→，→2, 3)‑α‑L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑Galp‑(1→依次连接的单元结构：
[0043]
[0044] （式Ⅰ）
[0045] 式Ⅰ中，n＞1，且为整数，其平均相对分子量为20332Da，由包含但不限于半乳糖、岩藻糖和鼠李糖的单糖组成，且半乳糖、岩藻糖和鼠李糖的摩尔比为39.50:41.15:1。以下通
过具体实施例从芦根中分离制备出芦根多糖PRP‑2，并测定其平均相对分子量、分析单糖组
成、解析糖苷键的种类及连接顺序进一步验证其天然的生物抗炎活性和用途。
过具体实施例从芦根中分离制备出芦根多糖PRP‑2，并测定其平均相对分子量、分析单糖组
成、解析糖苷键的种类及连接顺序进一步验证其天然的生物抗炎活性和用途。
[0046] 实施例1 制备芦根多糖PRP‑2
[0047] 参见图1，制备芦根多糖PRP‑2，具体步骤如下：
[0048] （1）将芦根清洗干净，剪成小块，浸泡10 min，料液比按照1: 8加入水后倒入搅拌机粉碎，80℃超声辅助提取三次，每次50 min，得水提液；60 ℃减压浓缩，向浓缩液加入三
倍体积的无水乙醇，室温下静置24 h沉淀多糖，8000 r/min离心10 min，收集沉淀。
倍体积的无水乙醇，室温下静置24 h沉淀多糖，8000 r/min离心10 min，收集沉淀。
[0049] （2）蒸馏水溶解粗多糖，浓度20%的三氯乙酸加入到水提液中，使其终浓度为3%去除蛋白质，4 ℃下静置24 h，6000 r/min离心15 min取上清液，随后60 ℃减压浓缩除去有
机试剂，并将溶液浓缩冷冻干燥得粗多糖。
机试剂，并将溶液浓缩冷冻干燥得粗多糖。
[0050] （3）取上述粗多糖配置成浓度为20 mg/mL的溶液，0.45 μm滤膜过滤后，经DEAE‑52纤维素离子交换柱分离，上样量为5 mL，依次用浓度为0、0.1、0.3、0.5 mol/L的NaCl溶液洗
脱，手动收集，流速为150 mL/h，每管4 min；采用苯酚‑硫酸法检测，以试管号为横坐标，吸
光度为纵坐标绘制洗脱曲线（如图2所示），收集第50‑70管，合并后经浓缩、透析、冷冻干燥
得到芦根多糖PRP‑1。
脱，手动收集，流速为150 mL/h，每管4 min；采用苯酚‑硫酸法检测，以试管号为横坐标，吸
光度为纵坐标绘制洗脱曲线（如图2所示），收集第50‑70管，合并后经浓缩、透析、冷冻干燥
得到芦根多糖PRP‑1。
[0051] （4）上述芦根多糖PRP‑1配置成浓度为50 mg/mL的溶液，0.22 μm滤膜过滤后，经Sephadex G‑100色谱柱分离，上样量为5 mL，用0.1 mol/L NaCl溶液洗脱，手动收集，流速
为150 mL/h，每管4 min；采用苯酚‑硫酸法检测，以试管号为横坐标，吸光度为纵坐标绘制
洗脱曲线（如图3所示），收集第50‑60管合并后经浓缩、透析、冷冻干燥得芦根多糖PRP‑2，即
为具有抗炎作用的芦根多糖。
为150 mL/h，每管4 min；采用苯酚‑硫酸法检测，以试管号为横坐标，吸光度为纵坐标绘制
洗脱曲线（如图3所示），收集第50‑60管合并后经浓缩、透析、冷冻干燥得芦根多糖PRP‑2，即
为具有抗炎作用的芦根多糖。
[0052] 实施例2 芦根多糖PRP‑2的化学结构鉴定
[0053] 通过如下测试对实施例1制备的芦根多糖PRP‑2的化学结构进行鉴定，具体如下：
[0054] （1）芦根多糖PRP‑2的平均相对分子量
[0055] 采用Tsk‑Gel3000PWXL (7.8 × 300 nm) 柱和SEDEX75蒸发光散射检测器进行凝胶渗透色谱法（GPC）测定芦根多糖PRP‑2的分子量。色谱条件为：检测器灵敏度7，柱温30
℃，流动相H2O/N2，流速1 mL/min，系统预校正，用PEG标准的平均分子量的对数绘制曲线，得
到重均分子量（Mw），如表1所示，芦根多糖PRP‑2的平均相对分子量为20332 Da。
℃，流动相H2O/N2，流速1 mL/min，系统预校正，用PEG标准的平均分子量的对数绘制曲线，得
到重均分子量（Mw），如表1所示，芦根多糖PRP‑2的平均相对分子量为20332 Da。
[0056] 表1 芦根多糖PRP‑2的GPC测定
[0057]
[0058] （2）芦根多糖PRP‑2的单糖组成
[0059] 分析芦根多糖PRP‑2的单糖组成，具体步骤如下：准确称取芦根纯化多糖PRP‑2 10.0 mg，放入安瓿瓶中，加入2.0 mL 2 mol/L三氟乙酸（TFA）溶液，密封，100 ℃水解6 h，
40 ℃减压旋转蒸发除尽水解液，得到多糖水解产物。
40 ℃减压旋转蒸发除尽水解液，得到多糖水解产物。
[0060] 上述水解产物中依次加入0.5 mL吡啶、10 mg盐酸羟胺，封口，通风橱中100 ℃恒温水浴加热30 min，不时震荡，取出冷却至室温，加入0.6 mL乙酸酐，封口，继续100 ℃水浴
30 min，不时震荡，取出冷却至室温，60 ℃减压旋转蒸干。加入4mL三氯甲烷溶解，8000 rpm
离心5 min，取上清液备用。标准品单糖（鼠李糖、阿拉伯糖、岩藻糖、木糖、阿洛糖、甘露糖、
葡萄糖和半乳糖）各取2 mg于圆底烧瓶中，加入0.6 mL吡啶、12 mg盐酸羟胺，封口，下面步
骤单糖样品乙酰化同多糖水解产物乙酰化步骤相同。
30 min，不时震荡，取出冷却至室温，60 ℃减压旋转蒸干。加入4mL三氯甲烷溶解，8000 rpm
离心5 min，取上清液备用。标准品单糖（鼠李糖、阿拉伯糖、岩藻糖、木糖、阿洛糖、甘露糖、
葡萄糖和半乳糖）各取2 mg于圆底烧瓶中，加入0.6 mL吡啶、12 mg盐酸羟胺，封口，下面步
骤单糖样品乙酰化同多糖水解产物乙酰化步骤相同。
[0061] 通过色谱柱DB‑5MS分析经上述步骤处理后的单糖组成，操作条件为：色谱柱DB‑5MS (3m × 0.25mm × 0.25 um)，载气为氦气，入口和界面温度均为250 ℃，压力为73.0
kPa，柱流率为1.00 mL/min，分流比为50: 1，100 ℃恒温2 min，然后在10 ℃ /min下加到
260 ℃，保存10 min，离子源的温度为200 ℃，M/Z范围为35 800，结果如表2和图5所示。可
~
以得出，芦根多糖PRP‑2主要由半乳糖、岩藻糖和少量鼠李糖组成，且三者的摩尔比39.50:
41.15: 1.00。
kPa，柱流率为1.00 mL/min，分流比为50: 1，100 ℃恒温2 min，然后在10 ℃ /min下加到
260 ℃，保存10 min，离子源的温度为200 ℃，M/Z范围为35 800，结果如表2和图5所示。可
~
以得出，芦根多糖PRP‑2主要由半乳糖、岩藻糖和少量鼠李糖组成，且三者的摩尔比39.50:
41.15: 1.00。
[0062] 表2 芦根多糖PRP‑2的GC‑MS分析
[0063]峰 名称 保留时间 峰面积 定量质量
1 鼠李糖 14.71 2290816 145
2 岩藻糖 14.84 69015781 145
3 半乳糖 16.36 66275554 212
1 鼠李糖 14.71 2290816 145
2 岩藻糖 14.84 69015781 145
3 半乳糖 16.36 66275554 212
[0064] （3）芦根多糖PRP‑2的红外光谱分析
[0065] 称取5 mg芦根多糖PRP‑2，放入研钵中称取200 mg干燥KBr，高温混合研磨压制后，‑1
红外扫描波长范围为400 4000 cm ，横坐标是波数，纵坐标是透射率，得到红外光谱如图4
~
所示。
红外扫描波长范围为400 4000 cm ，横坐标是波数，纵坐标是透射率，得到红外光谱如图4
~
所示。
[0066] 可以看出，红外光谱分析显示，PRP‑2在3300 3500 cm‑1有糖分子‑OH伸缩振动引起‑1 ~
的特征峰，是‑OH形成的分子内、间氢键；2929 cm 出现了较强吸收峰，是糖分子‑CH、‑CH2、‑
CH3伸缩振动引起的信号峰，这两组峰都为糖类的特征吸收峰，所以两种组分都是糖类物
‑1 ‑1
质；在1743 cm 处出现较强吸收峰，是糖分子醛基的C=O伸缩振动；1730 1600 cm 有较强
~
‑1 ‑1
峰说明是C‑H伸缩振动；在1338 cm 处是C=O对称伸缩振动；在1242 cm 处有峰出现是C‑O‑
‑1 ‑1
C伸缩振动；在1219 cm 处为S=O边角振动；在1000 1200 cm 处有明显的吸收峰，为糖醛上
~
‑1 ‑1
C‑OH伸缩振动；845 cm 处是α构型糖苷键的特征吸收峰；681 cm 处为醇或酚O‑H键面外弯
曲振动。
的特征峰，是‑OH形成的分子内、间氢键；2929 cm 出现了较强吸收峰，是糖分子‑CH、‑CH2、‑
CH3伸缩振动引起的信号峰，这两组峰都为糖类的特征吸收峰，所以两种组分都是糖类物
‑1 ‑1
质；在1743 cm 处出现较强吸收峰，是糖分子醛基的C=O伸缩振动；1730 1600 cm 有较强
~
‑1 ‑1
峰说明是C‑H伸缩振动；在1338 cm 处是C=O对称伸缩振动；在1242 cm 处有峰出现是C‑O‑
‑1 ‑1
C伸缩振动；在1219 cm 处为S=O边角振动；在1000 1200 cm 处有明显的吸收峰，为糖醛上
~
‑1 ‑1
C‑OH伸缩振动；845 cm 处是α构型糖苷键的特征吸收峰；681 cm 处为醇或酚O‑H键面外弯
曲振动。
[0067] （4）芦根多糖PRP‑2的核磁共振波谱分析
[0068] 称取冻干的芦根多糖PRP‑2（40 mg）完全溶于重水（D2O）中，减压旋蒸后干燥，重复上述操作两次，再次将样品溶于D2O（0.5 mL）中。在室温下，通过JNM‑ECP 600 MHz NMR光谱
13 1
仪检测并记录 C‑NMR、H‑NMR、COSY、TOCSY、DEPT、HMQC和HMBC光谱，结果如图6至9所示。
13 1
仪检测并记录 C‑NMR、H‑NMR、COSY、TOCSY、DEPT、HMQC和HMBC光谱，结果如图6至9所示。
[0069] 结合COSY谱、TOCSY谱和HSQC谱，将13CNMR谱中的异头信号δ 109.26、96.76、92.65 1
ppm和HNMR谱中的异头信号δ5.31、4.61、5.30 ppm分别归属于α‑L‑Fucp‑(1→，→2, 3)‑α‑
L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑Galp‑(1→，通过HMBC谱（图9），查找糖残基间的氢核与碳核间的相
关信号，推断连接方式，如表3所示。从式1中得到A1‑B2，A1‑B3，B1‑A2，C1‑B2，从而推断单元
结构组成中糖残基的连接方式依次为α‑L‑Fucp‑(1→，→2, 3)‑α‑L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑
Galp‑(1→。
ppm和HNMR谱中的异头信号δ5.31、4.61、5.30 ppm分别归属于α‑L‑Fucp‑(1→，→2, 3)‑α‑
L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑Galp‑(1→，通过HMBC谱（图9），查找糖残基间的氢核与碳核间的相
关信号，推断连接方式，如表3所示。从式1中得到A1‑B2，A1‑B3，B1‑A2，C1‑B2，从而推断单元
结构组成中糖残基的连接方式依次为α‑L‑Fucp‑(1→，→2, 3)‑α‑L‑Fucp‑(1→，→2)‑β‑D‑
Galp‑(1→。
[0070] 表3 芦根多糖PRP‑2的13C和1H的化学位移
[0071] 糖残基 糖苷键 H1/C1 H2/C2 H3/C3 H4/C4 H5/C5 H6/C6A →2)‑β‑D‑Galf‑(1→ 5.31/109.26 4.21/84.15 4.28/76.44 3.99/81.98 4.02/73.61 3.74/66.59
B →2, 3) ‑α‑L‑Fuc ‑(1→ 5.31/92.65 3.96/68.56 4.08/76.79 3.77/72.50 4.11/62.60 1.31/19.01
C α‑L‑Fuc ‑ (1→ 4.61/96.75 3.73/70.00 3.82/70.06 3.58/71.95 4.08/68.78 1.30/19.54
B →2, 3) ‑α‑L‑Fuc ‑(1→ 5.31/92.65 3.96/68.56 4.08/76.79 3.77/72.50 4.11/62.60 1.31/19.01
C α‑L‑Fuc ‑ (1→ 4.61/96.75 3.73/70.00 3.82/70.06 3.58/71.95 4.08/68.78 1.30/19.54
[0072] 实施例3 芦根多糖PRP‑2的MTT细胞活性实验
[0073] （1）主要材料及试剂：芦根多糖PRP‑2（实施例1制备），胚牛血清（Sigma），Griess试剂（Sigma），MTT（Sigma），脂多糖（Sigma），仪器恒温培养箱（上海博迅实业公司），酶标仪（日
本CORONA公司），显微镜（上海光学仪器厂），96孔板（美国BD公司）。
本CORONA公司），显微镜（上海光学仪器厂），96孔板（美国BD公司）。
[0074] （2）芦根多糖PRP‑2对MTT细胞活性的影响
[0075] 37℃、5%CO2培养，将复活后的RAW246.7巨噬细胞以每毫升1 × 105 个细胞的浓度加入96孔板，每孔100 μL。培养12 h后，将所有细胞分成8组，每组各设3个平行实验组，分别
为一个空白组(加入200 μL培养液)，一个阳性对照组(加入200 μL含2 μg/mL LPS的培养
液)，以及六个实验组（加入含有2 μg/mL LPS和浓度分别为1 μg/mL、5 μg/mL、25 μg/mL、
100 μg/mL、200 μg/mL和300 μg/mL的芦根多糖PRP‑2的培养液），培养24 h。离心除去培养
液，加入100 μL PBS吹洗，1000 r/min离心5 min，每管加20 μL，5 mg/mL的MTT溶液和180 μ
L培养基，转移至新板培养4 h后，加入DMSO 150 μL/孔，酶标仪在490 nm处测量吸光度值，
结果如图10所示。
为一个空白组(加入200 μL培养液)，一个阳性对照组(加入200 μL含2 μg/mL LPS的培养
液)，以及六个实验组（加入含有2 μg/mL LPS和浓度分别为1 μg/mL、5 μg/mL、25 μg/mL、
100 μg/mL、200 μg/mL和300 μg/mL的芦根多糖PRP‑2的培养液），培养24 h。离心除去培养
液，加入100 μL PBS吹洗，1000 r/min离心5 min，每管加20 μL，5 mg/mL的MTT溶液和180 μ
L培养基，转移至新板培养4 h后，加入DMSO 150 μL/孔，酶标仪在490 nm处测量吸光度值，
结果如图10所示。
[0076] 可以发现，芦根多糖PRP‑2可以保护RAW246.7巨噬细胞免受LPS诱导的细胞毒性损伤。LPS诱导的RAW246.7巨噬细胞产生较强的细胞毒性，细胞活力显著降低，经过PRP‑2作用
后细胞毒性降低，且呈剂量依赖性。低剂量（1 μg/mL）的芦根多糖即可对细胞毒性产生抵抗
作用，当芦根多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，就能够完全保护RAW246.7巨噬细胞免受
LPS诱导产生的细胞毒性损伤。
后细胞毒性降低，且呈剂量依赖性。低剂量（1 μg/mL）的芦根多糖即可对细胞毒性产生抵抗
作用，当芦根多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，就能够完全保护RAW246.7巨噬细胞免受
LPS诱导产生的细胞毒性损伤。
[0077] （3）芦根多糖PRP‑2对NO分泌量的影响
[0078] 空白组(加入200 μL培养液)，阳性对照组(加入200 μL含2 μg/mL LPS的培养液)，以及六个实验组（加入含有2 μg/mL LPS和浓度分别为1 μg/mL、 5 μg/mL、 25 μg/mL、100
μg/mL、200 μg/mL和300 μg/mL的芦根多糖PRP‑2的培养液），培养24 h，收集细胞，裂解并离
心，保留上清液。在96孔板中，每孔加入50 μL样品上清液与100 μL Griess试剂，混匀并静
置20 min，用酶标仪测定540 nm处的吸光度，结果如图11所示。
μg/mL、200 μg/mL和300 μg/mL的芦根多糖PRP‑2的培养液），培养24 h，收集细胞，裂解并离
心，保留上清液。在96孔板中，每孔加入50 μL样品上清液与100 μL Griess试剂，混匀并静
置20 min，用酶标仪测定540 nm处的吸光度，结果如图11所示。
[0079] 可以发现，芦根多糖PRP‑2能够抑制LPS诱导的RAW246.7巨噬细胞NO的分泌，减少细胞损伤，具有一定抗炎活性。随着芦根多糖PRP‑2的浓度逐渐增加，NO分泌量减少，在芦根
多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，NO的生成量明显减少，在浓度梯度范围内，此时的抗炎
作用最佳；而当芦根多糖PRP‑2的浓度达到200 μg/mL时，其NO产率不再变化。
多糖PRP‑2的浓度达到25 μg/mL时，NO的生成量明显减少，在浓度梯度范围内，此时的抗炎
作用最佳；而当芦根多糖PRP‑2的浓度达到200 μg/mL时，其NO产率不再变化。
[0080] 综上所述，本发明的芦根多糖PRP‑2可以保护RAW246.7巨噬细胞免受LPS诱导的细胞毒性损伤并抑制其NO的分泌，具有天然的生物抗炎活性，可用于制备食品或药品用天然
抗炎成分，特别是用于抗肿瘤药物，市场应用前景大。
抗炎成分，特别是用于抗肿瘤药物，市场应用前景大。
[0081] 上述对实施例的描述是为了便于该技术领域的普通技术人员能理解和使用本发明。熟悉本领域技术人员显然可以容易的对这些实施例做出各种修改，并把在此说明的一
般原理应用到其他实施例中，而不必经过创造性的劳动。因此，本发明不限于上述实施例。
本领域技术人员根据本发明的原理，不脱离本发明的范畴所做出的改进和修改都应该在本
发明的保护范围之内。
般原理应用到其他实施例中，而不必经过创造性的劳动。因此，本发明不限于上述实施例。
本领域技术人员根据本发明的原理，不脱离本发明的范畴所做出的改进和修改都应该在本
发明的保护范围之内。