一种洋橄榄叶素衍生物的制备方法

摘要

本发明提供了一种洋橄榄叶素衍生物及其制备方法和应用，属于抗菌剂技术领域。本发明提供的洋橄榄叶素衍生物具有式I所示的结构，式I中，R为甲基或乙基。本发明提供的洋橄榄叶素衍生物结构新颖，对表皮葡萄球菌、金黄色葡萄球菌、人型葡萄球菌和粪肠球菌的抗菌性能优异。

权利要求

1.一种洋橄榄叶素衍生物的制备方法，其特征在于，包括以下步骤：所述洋橄榄叶素衍生物具有式I所示的结构：式I中，R为甲基或乙基；

(1)将吸水链霉菌LP‑93进行种子培养，得到LP‑93种子液；

(2)将所述LP‑93种子液接种于发酵培养基中进行发酵培养，调节得到的发酵液的pH值至3，离心分离，将所得沉淀物风干后粉碎，得到LP‑93发酵干菌体粉；

所述发酵培养基包括以下质量百分含量的组分：天然氮源2～4％，碳源2～4％，硫酸铵

0.3～0.6％，磷酸二氢钾0.3～0.6％，碳酸钙0.2～0.5％和余量水；

所述LP‑93种子液的接种量占所述发酵培养基体积的5～20％；

所述发酵培养的温度为25～28℃，时间为72～96h；

(3)将所述LP‑93发酵干菌体粉进行乙醇提取，将所得提取液浓缩，得到的浓缩物用甲醇溶解后过滤，将所得滤液浓缩，得到LP‑93菌丝体提取物；(4)将所述LP‑93菌丝体提取物与乙酸乙酯混合，得到可溶部分F1；

所述LP‑93发酵干菌体粉的质量和乙醇的体积之比为1g：(8～15)mL；

所述提取为超声提取，所述提取的次数为2～3次，每次提取的时间为1.5～2.5h；

(5)将所述可溶部分F1进行硅胶柱色谱分离，依次得到组分F1‑1～F1‑20；将其中的组分F1‑15进行C18HPLC分离，得到R为甲基的洋橄榄叶素衍生物；

或将其中的组分F1‑18进行RP‑HPLC分离，得到R为乙基的洋橄榄叶素衍生物；

所述硅胶柱色谱分离采用梯度洗脱方式，所述梯度洗脱为采用二氯甲烷和甲醇体积比为50:1、25:1、12.5:1、6.25:1和1:1的洗脱剂依次进行洗脱；

所述C18HPLC分离采用的流动相为第一甲醇水溶液，所述第一甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为92:8；

所述RP‑HPLC分离采用的流动相为第二甲醇水溶液，所述第二甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为91:9。

2.根据权利要求1所述的制备方法，其特征在于，步骤(1)中，所述种子培养的温度为25～28℃，时间为48～72h。

说明书

一种洋橄榄叶素衍生物的制备方法

技术领域

[0001] 本发明涉及抗菌剂技术领域，具体涉及一种洋橄榄叶素衍生物及其制备方法和应用。

背景技术

[0002] 洋橄榄叶素(英文名称：Elaiophylin，Azalomycin B，Gopalamicin，或Salbomycin)是一类具有双重旋转对称的十六元环大环双内酯抗生素，具有抗菌、抗寄生
虫、促进瘤胃动物增长等广泛的生物活性。

[0003] 吸水链霉菌(Streptomyces hygroscopicus)是一类抗菌谱广、遗传性状稳定的放线菌，可产生尼日利亚菌素类、洋橄榄叶素类、格尔德霉素类、雷帕霉素类等多种类型代谢
产物，具有抗菌、免疫抑制等多种生物活性。刘玉凤等(刘玉凤等.吸水链霉菌LP‑93菌丝体
中洋橄榄叶素衍生物的分离与结构鉴定.济宁医学院学报.2020,43(1):1‑4)从吸水链霉菌
LP‑93菌丝体中分离出11,11′‑O‑二甲基‑14′‑去乙基‑14′甲基‑洋橄榄叶素，该洋橄榄叶素
对甲氧西林耐药金黄色葡萄球菌、耐万古霉素粪肠球菌和抗结核杆菌具有较强的抑制活
性。然而，目前对于吸水链霉菌中的其他洋橄榄叶素的研究还不够深入。

发明内容

[0004] 鉴于此，本发明的目的在于提供一种洋橄榄叶素衍生物及其制备方法和应用，本发明提供的洋橄榄叶素衍生物结构新颖，对表皮葡萄球菌、金黄色葡萄球菌、人型葡萄球菌
和粪肠球菌的抗菌性能优异。

[0005] 为了实现上述发明目的，本发明提供以下技术方案：

[0006] 本发明提供了一种洋橄榄叶素衍生物，具有式I所示的结构：

[0007]

[0008] 式I中，R为甲基或乙基。

[0009] 本发明提供了上述技术方案所述洋橄榄叶素衍生物的制备方法，包括以下步骤：

[0010] (1)将吸水链霉菌LP‑93进行种子培养，得到LP‑93种子液；

[0011] (2)将所述LP‑93种子液接种于发酵培养基中进行发酵培养，调节得到的发酵液的pH值至3，离心分离，将所得沉淀物风干后粉碎，得到LP‑93发酵干菌体粉；

[0012] (3)将所述LP‑93发酵干菌体粉进行乙醇提取，将所得提取液浓缩，得到的浓缩物用甲醇溶解后过滤，将所得滤液浓缩，得到LP‑93菌丝体提取物；

[0013] (4)将所述LP‑93菌丝体提取物与乙酸乙酯混合，得到可溶部分F1；

[0014] (5)将所述可溶部分F1进行硅胶柱色谱分离，依次得到组分F1‑1～F1‑20；将其中的组分F1‑15进行C18HPLC分离，得到R为甲基的洋橄榄叶素衍生物；

[0015] 或将其中的组分F1‑18进行RP‑HPLC分离，得到R为乙基的洋橄榄叶素衍生物；

[0016] 所述硅胶柱色谱分离采用梯度洗脱方式，所述梯度洗脱为采用二氯甲烷和甲醇体积比为50:1、25:1、12.5:1、6.25:1和1:1的洗脱剂依次进行洗脱；

[0017] 所述C18HPLC分离采用的流动相为第一甲醇水溶液，所述第一甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为92:8；

[0018] 所述RP‑HPLC分离采用的流动相为第二甲醇水溶液，所述第二甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为91:9。

[0019] 优选的，步骤(1)中，所述种子培养的温度为25～28℃，时间为48～72h。

[0020] 优选的，步骤(2)中，所述发酵培养基包括以下质量百分含量的组分：天然氮源2～4％，碳源2～4％，硫酸铵0.3～0.6％，磷酸二氢钾0.3～0.6％，碳酸钙0.2～0.5％和余量
水。

[0021] 优选的，步骤(2)中，所述LP‑93种子液的接种量占所述发酵培养基体积的5～20％。

[0022] 优选的，步骤(2)中，所述发酵培养的温度为25～28℃，时间为72～96h。

[0023] 优选的，步骤(3)中，所述LP‑93发酵干菌体粉的质量和乙醇的体积之比为1g：(8～15)mL。

[0024] 优选的，步骤(3)中，所述提取为超声提取，所述提取的次数为2～3次，每次提取的时间为1.5～2.5h。

[0025] 本发明还提供了上述技术方案所述洋橄榄叶素衍生物或上述技术方案所述制备方法得到的洋橄榄叶素衍生物在抗菌中的应用。

[0026] 本发明提供了一种洋橄榄叶素衍生物，具有式I所示的结构，式I中，R为甲基或乙基。本发明提供的具有全新结构的洋橄榄叶素衍生物对表皮葡萄球菌、金黄色葡萄球菌、人
型葡萄球菌和粪肠球菌的抗菌性能优异。

附图说明

[0027] 图1为洋橄榄叶素衍生物I‑1的1H‑1HCOSY谱图；

[0028] 图2为洋橄榄叶素衍生物I‑2的1H‑1HCOSY谱图；

[0029] 图3为洋橄榄叶素衍生物I‑1的HSQC谱图；

[0030] 图4为洋橄榄叶素衍生物I‑2的HSQC谱图；

[0031] 图5为洋橄榄叶素衍生物I‑1的HMBC谱图；

[0032] 图6为洋橄榄叶素衍生物I‑2的HMBC谱图；

[0033] 图7为洋橄榄叶素衍生物I‑1的ROESY谱图；

[0034] 图8为洋橄榄叶素衍生物I‑2的ROESY谱图；

[0035] 图9为洋橄榄叶素衍生物I‑1的DEPT谱图；

[0036] 图10为洋橄榄叶素衍生物I‑2的DEPT谱图；

[0037] 图11为洋橄榄叶素衍生物I‑1的红外光谱图；

[0038] 图12为洋橄榄叶素衍生物I‑2的红外光谱图；

[0039] 图13为洋橄榄叶素衍生物I‑1的紫外光谱图；

[0040] 图14为洋橄榄叶素衍生物I‑2的紫外光谱图。

具体实施方式

[0041] 本发明提供了一种洋橄榄叶素衍生物，具有式I所示的结构：

[0042]

[0043] 式I中，R为甲基或乙基。

[0044] 在本发明中，所述洋橄榄叶素衍生物中碳原子标识具体如下所示：

[0045]

[0046] 在本发明中，所述洋橄榄叶素衍生物具有式I‑1或I‑2所示的结构：

[0047]

[0048]

[0049] 本发明提供了上述技术方案所述洋橄榄叶素衍生物的制备方法，包括以下步骤：

[0050] (1)将吸水链霉菌LP‑93进行种子培养，得到LP‑93种子液；

[0051] (2)将所述LP‑93种子液接种于发酵培养基中进行发酵培养，调节得到的发酵液的pH值至3，离心分离，将所得沉淀物风干后粉碎，得到LP‑93发酵干菌体粉；

[0052] (3)将所述LP‑93发酵干菌体粉进行乙醇提取，将所得提取液浓缩，得到的浓缩物用甲醇溶解后过滤，将所得滤液浓缩，得到LP‑93菌丝体提取物；

[0053] (4)将所述LP‑93菌丝体提取物与乙酸乙酯混合，得到可溶部分F1；

[0054] (5)将所述可溶部分F1进行硅胶柱色谱分离，依次得到组分F1‑1～F1‑20；所述硅胶柱色谱分离采用梯度洗脱方式，所述梯度洗脱为采用二氯甲烷和甲醇体积比为50:1、25:
1、12.5:1、6.25:1和1:1的洗脱剂依次进行洗脱；

[0055] 将其中的组分F1‑15进行C18HPLC分离，得到R为甲基的洋橄榄叶素衍生物；所述C18HPLC分离采用的流动相为第一甲醇水溶液，所述第一甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为
92:8；

[0056] 或将其中的组分F1‑18进行RP‑HPLC分离，得到R为乙基的洋橄榄叶素衍生物；所述RP‑HPLC分离采用的流动相为第二甲醇水溶液，所述第二甲醇水溶液中甲醇和水的体积比
为91:9。

[0057] 在本发明中，若无特殊说明，所有的原料组分均为本领域技术人员熟知的市售商品。

[0058] 本发明将吸水链霉菌LP‑93进行种子培养，得到LP‑93种子液。

[0059] 在本发明中，所述种子培养具体包括：将吸水链霉菌LP‑93置于斜面培养基上进行斜面培养，得到菌斜面；取菌斜面接种于种子培养基中进行种子培养。

[0060] 在本发明中，所述吸水链霉菌LP‑93的来源优选为中国药学微生物菌种保藏管理中心。

[0061] 在本发明中，所述斜面培养基优选包括以下质量百分含量的组分：天门冬素0.05％、K2HPO40.05％、葡萄糖1％、琼脂1.2％和余量水。在本发明中，所述斜面培养的的温
度优选为25～30℃，更优选为26～28℃；时间优选为5～7天，更优选为7天。

[0062] 在本发明中，所述种子培养基优选包括以下质量百分含量的组分：天然氮源2～4％，碳源2～4％，硫酸铵0.1～0.4％，碳酸钙0.1～0.2％和余量水；所述天然氮源的含量更
优选为2.5～3.5％，最优选为3％；所述碳源的含量更优选为2.5～3.5％，最优选为3.5％；
所述硫酸铵的含量更优选为0.2～0.3％，最优选为0.3％；所述碳酸钙的的含量更优选为
0.12～0.18％，最优选为0.15％。在本发明中，所述天然氮源优选包括黄豆饼粉、花生饼粉、
鱼粉和芝麻饼粉中的一种或几种。在本发明中，所述碳源优选包括葡萄糖、淀粉、蔗糖、乳
糖、果糖、甘油、糊精、豆油和玉米粉中的一种或几种。

[0063] 在本发明中，所述接种的方式优选为挖块法接种，优选挖取1cm×1cm的菌斜面接种于50mL种子培养基中。在本发明中，所述接种的容器优选为三角瓶。

[0064] 在本发明中，所述种子培养的温度优选为25～28℃，更优选为26～27℃；时间优选为48～72h，更优选为48～55h。在本发明中，所述种子培养优选在摇床中进行，所述摇床的
振荡速度优选为180～250r/min，更优选为200～220r/min。在本发明中，所述种子培养的目
的是使吸水链霉菌LP‑93的孢子发芽、生长和大量繁殖菌丝体，并使菌体长得粗壮，成为活
力强的“种子”。

[0065] 得到LP‑93种子液后，本发明将所述LP‑93种子液接种于发酵培养基中进行发酵培养，调节pH值至3，离心分离，将所得沉淀物风干后粉碎，得到LP‑93发酵干菌体粉。

[0066] 在本发明中，所述发酵培养基优选包括以下质量百分含量的组分：天然氮源2～4％，碳源2～4％，硫酸铵0.3～0.6％，磷酸二氢钾0.3～0.6％，碳酸钙0.2～0.5％和余量
水；所述天然氮源的含量更优选为2.5～3.5％，最优选为3％；所述碳源的含量更优选为2.5
～3.5％，最优选为3.5％；所述硫酸铵的含量更优选为0.4～0.5％，最优选为0.5％；所述磷
酸二氢钾的含量更优选为0.4～0.5％，最优选为0.5％；所述碳酸钙的的含量更优选为0.3
～0.4％，最优选为0.3％。在本发明中，所述天然氮源优选包括黄豆饼粉、花生饼粉、鱼粉和
芝麻饼粉中的一种或几种。在本发明中，所述碳源优选包括葡萄糖、淀粉、蔗糖、乳糖、果糖、
甘油、糊精、豆油和玉米粉中的一种或几种。

[0067] 在本发明中，所述LP‑93种子液的接种量优选占所述发酵培养基体积的5～20％，更优选为10～18％，最优选为10～15％。

[0068] 在本发明中，所述发酵培养的温度优选为25～28℃，更优选为26～27℃；时间优选为72～96h，更优选为80～90h。在本发明中，所述发酵培养优选在摇床中进行，所述摇床的
振荡速度优选为180～250r/min，更优选为200～220r/min。在本发明中，所述发酵培养基的
目的是供菌种生长、繁殖和合成产物之用，能够使LP‑93种子接种后能迅速生长，同时使长
好的菌体能迅速合成需产物。

[0069] 本发明对于所述调节pH值采用的试剂没有特殊限定，采用本领域技术人员熟知的酸或碱即可，具体如盐酸、草酸、碳酸氢钠或氢氧化钠；所述盐酸的浓度优选为1～5mol/L，
更优选为2～4mol/L；所述氢氧化钠优选以氢氧化钠水溶液形式使用，所述氢氧化钠水溶液
的浓度优选为5～10mol/L，更优选为6～8mol/L。本发明将pH值调节至3使产物能够从LP‑93
种子液中沉淀出来，起到初步纯化的目。

[0070] 在本发明中，所述离心分离的转速优选为3000～5000r/min，更优选为4000r/min；时间优选为10～45min，更优选为20～30min。

[0071] 在本发明中，所述风干的温度优选为20～30℃，更优选为25℃；时间优选为24～48h，更优选为30～40h。

[0072] 本发明对于所述粉碎的方式没有特殊限定，采用本领域技术人员熟知的粉碎方式即可；在本发明的实施例中，所述粉碎优选在粉碎机中进行。

[0073] 得到LP‑93发酵干菌体粉后，本发明将所述LP‑93发酵干菌体粉进行乙醇提取，将所得提取液浓缩，加入甲醇溶解后过滤，将所得滤液浓缩，得到LP‑93菌丝体提取物。

[0074] 在本发明中，所述LP‑93发酵干菌体粉的质量和乙醇的体积之比优选为1g：(8～15)mL，更优选为1g：(9～10)mL。在本发明中，所述提取优选为超声提取；本发明对所述超声
提取的功率没有特殊限定，采用本领域技术人员熟知的超声功率即可；所述提取的次数优
选为2～3次，将每次提取得到的液相物料合并；每次提取的时间优选为1.5～2.5h，更优选
为2h。在本发明中，所述乙醇的体积分数优选为95％。

[0075] 本发明对于所述提取液的浓缩方式没有特殊限定，采用本领域技术人员熟知的浓缩方式，浓缩至得到稠浸膏即可。

[0076] 在本发明中，所述过滤优选利用砂芯漏斗进行。

[0077] 本发明对于所述滤液的浓缩方式没有特殊限定，采用本领域技术人员熟知的浓缩方式即可，具体如旋蒸；本发明对于所述旋蒸的条件没有特殊限定，旋蒸至粘稠状即可。

[0078] 得到LP‑93菌丝体提取物后，本发明将所述LP‑93菌丝体提取物与乙酸乙酯混合，得到可溶部分F1。

[0079] 在本发明中，所述LP‑93菌丝体提取物的质量与乙酸乙酯的体积比之为1g：(10～15)mL更优选为1g：(10～13)mL。

[0080] 所述与乙酸乙酯混合后本发明优选将得到的提取液‑乙酸乙酯混合体系过滤后干燥，得到可溶部分F1。在本发明中，所述干燥的温度优选为2～4℃；本发明对于所述干燥的
时间没有特殊限定，干燥至恒重即可。

[0081] 得到可溶部分F1后，本发明将所述可溶部分F1进行硅胶柱色谱分离，依次得到组分F1‑1～F1‑20；所述硅胶柱色谱分离采用梯度洗脱方式，所述梯度洗脱为采用二氯甲烷和
甲醇体积比为50:1、25:1、12.5:1、6.25:1和1:1的洗脱剂依次进行洗脱。

[0082] 在本发明中，所述可溶部分F1的上样方式优选为干法上样，具体的，将所述可溶部分F1溶解于二氯甲烷中后与硅胶混合，挥干溶剂后上样。本发明对于所述硅胶柱色谱分离
的硅胶用量没有特殊限定，采用本领域技术人员熟知的硅胶用量即可；在本发明的实施例
中，所述可溶部分F1与上样用硅胶的质量比优选为12.8：15。

[0083] 在本发明中，所述梯度洗脱为采用二氯甲烷和甲醇体积比为50:1、25:1、12.5:1、6.25:1和1:1的洗脱剂依次进行洗脱，分别接收洗脱液，按照每份洗脱液的体积为200mL对
洗脱液进行编号，利用薄层色谱法(TLC)对每份洗脱液中组分进行区分，含有相同组分的洗
脱液进行合并，得到组分F1‑1～F1‑20。在本发明中，所述梯度洗脱采用的洗脱剂、洗脱液编
号和组分F1‑1～F1‑20的关系如表1所示：

[0084] 表1洗脱剂、洗脱液编号和组分F1‑1～F1‑20的关系

[0085]

[0086]

[0087] 得到组分F1‑1～F1‑20后，本发明将其中的组分F1‑15进行C18HPLC分离，得到R为甲基的洋橄榄叶素衍生物(记为洋橄榄叶素衍生物I‑1)；所述C18HPLC分离采用的流动相为第
一甲醇水溶液，所述第一甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为92:8。

[0088] 得到组分F1‑1～F1‑20后，本发明将其中的组分F1‑18进行RP‑HPLC分离，得到R为乙基的洋橄榄叶素衍生物(记为洋橄榄叶素衍生物I‑2)；所述RP‑HPLC分离采用的流动相为
第二甲醇水溶液，所述第二甲醇水溶液中甲醇和水的体积比为91:9。

[0089] 本发明还提供了上述技术方案所述洋橄榄叶素衍生物或上述技术方案所述制备方法得到的洋橄榄叶素衍生物在抗菌中的应用。

[0090] 下面将结合本发明中的实施例，对本发明中的技术方案进行清楚、完整地描述。显然，所描述的实施例仅仅是本发明一部分实施例，而不是全部的实施例。基于本发明中的实
施例，本领域普通技术人员在没有做出创造性劳动前提下所获得的所有其他实施例，都属
于本发明保护的范围。

[0091] 实施例1

[0092] (1)将吸水链霉菌LP‑93(中国药学微生物菌种保藏管理中心)置于斜面培养基上在28℃斜面培养7天，得到菌斜面，采用挖块法将1cm×1cm的菌斜面接种于装有50mL种子培
养基的500mL三角瓶中，在28℃、220r/min的摇床上振荡种子培养48h，得到LP‑93种子液；其
中，斜面培养基的组成：天门冬素0.05wt％、K2HPO40.05wt％、葡萄糖1wt％、琼脂1.2wt％和
余量水；种子培养基的组成为：3.0wt％黄豆饼粉、3.5wt％葡萄糖、0.3wt％硫酸铵、
0.15wt％碳酸钙和余量水。

[0093] (2)将步骤(1)得到的LP‑93种子液以体积分数为10％的接种量接种于装有50mL发酵培养基的500mL三角瓶中，在25℃、220r/min摇床上振荡发酵培养96h，得到LP‑93发酵液；
在所述LP‑93发酵液中加入草酸调节得到的发酵液的pH值至3.0，离心分离，将所得沉淀物
风干后置于粉碎机打成粉末，得到LP‑93发酵干菌体粉；其中，发酵培养基的组成为：
3.0wt％黄豆饼粉、3.5wt％葡萄糖、0.5wt％硫酸铵、0.5wt％磷酸二氢钾、0.3wt％碳酸钙和
余量水。

[0094] (3)取124g步骤(1)得到的LP‑93发酵干菌体粉，加入1000mL体积分数为95％乙醇超声提取3次，每次超声提取的时间为2h，将所得提取液缩后加入1000mL甲醇进行溶解，经
砂芯漏斗过滤，将所得滤液旋蒸至粘稠状，得LP‑93菌丝体提取物。

[0095] (4)在步骤(3)得到的44.8gLP‑93菌丝体提取物中加入500mL乙酸乙酯搅拌溶解后过滤，干燥，得到可溶部分F1。

[0096] (5)以二氯甲烷‑甲醇混合溶剂为洗脱剂，采用梯度洗脱方式，对所述可溶部分F1进行硅胶柱色谱分离，依次得到组分F1‑1～F1‑20；

[0097] 硅胶柱色谱分离的具体步骤如下：在12.8g可溶部分F1中加入30mL二氯甲烷溶解，分3次加入15g200～300目硅胶，搅拌均匀后挥干溶剂，得到上样样品；将所述上样样品全部
上样至硅胶柱中，采用二氯甲烷和甲醇体积比为50:1、25:1、12.5:1、6.25:1和1:1的洗脱剂
依次进行洗脱，接收洗脱液，按照每份洗脱液的体积为200mL对洗脱液进行编号，利用薄层
色谱法(TLC)对每份洗脱液中组分进行区分，含有相同组分的洗脱液进行合并，得到组分
F1‑1～F1‑20。其中，硅胶柱中硅胶的质量为150g200～300目的硅胶，硅胶高度约为15cm。梯
度洗脱采用的洗脱剂、洗脱液编号和组分F1‑1～F1‑20的关系如表1所示：

[0098] 表1洗脱剂、洗脱液编号和组分F1‑1～F1‑20的关系

[0099]

[0100] 将其中的组分F1‑15进行C18HPLC分离，得到R为甲基的洋橄榄叶素衍生物(洋橄榄叶素衍生物I‑1)；所述C18HPLC分离采用的流动相为第一甲醇水溶液，所述第一甲醇水溶液
中甲醇和水的体积比为92:8。

[0101] 将其中的组分F1‑18进行RP‑HPLC分离，得到R为乙基的洋橄榄叶素衍生物(洋橄榄叶素衍生物I‑2)；所述RP‑HPLC分离采用的流动相为第二甲醇水溶液，所述第二甲醇水溶液
中甲醇和水的体积比为91:9。

[0102] 洋橄榄叶素衍生物I‑1和I‑2的1HNMR数据(DMSO‑d6,600MHz)数据如表2所示，13 1 1
CNMR数据如表3所示，H‑HCOSY谱图如图1～2所示，其中，图1为I‑1，图2为I‑2；HSQC谱图
如图3～4所示，其中，图3为I‑1，图4为I‑2；HMBC谱图如图5～6所示，其中，图5为I‑1，图6为
I‑2；ROESY谱图如图7～8所示，其中，图7为I‑1，图8为I‑2；DEPT谱图如图9～10所示，其中图
9为I‑1，图10为I‑2；红外光谱图如图11～12所示，其中图11为I‑1，图12为I‑2；紫外光谱图
如图13～14所示，其中图13为I‑1，图14为I‑2。

[0103] 表2洋橄榄叶素衍生物I‑1和I‑2的1HNMR数据(DMSO‑d6,600MHz)

[0104]

[0105]

[0106]

[0107] 表3洋橄榄叶素衍生物I‑1和I‑2的13CNMR数据(DMSO‑d6,150MHz)

[0108]

[0109]

[0110] 由表2～3和图1～14可知，洋橄榄叶素衍生物I‑1的高分辨电喷雾质谱(HR‑ESIMS)+
给出准分子离子峰m/z1043.5888[M+Na] ，结合核磁共振波谱(NMR)数据，确定其分子式为
‑1
C55H88O17。洋橄榄叶素衍生物I‑1的红外光谱吸收峰(1612,1638,1717cm )与紫外光谱(λ
1 1 1
max252nm)显示结构中存在共轭酯基系统，结合H‑HCOSY谱中的相关峰，其氢谱(HNMR)显示
结构中存在两组共轭反式双键[δ5.70(d,J＝15.6Hz,H‑2),6.82(dd,J＝15.6,11.4Hz,H‑
3),6.10(dd,J＝15.0,11.4Hz,H‑4),5.64(dd,J＝15.0,10.2Hz,H‑5)；δ5.68(d,J＝15.6Hz,
H‑2′),6.79(dd,J＝15.6,11.4Hz,H‑3′),6.10(dd,J＝15.0,11.4Hz,H‑4′),5.61(dd,J＝
15.0,10.2Hz,H‑5′)]、两个糖端基质子[δ4.91(d,J＝2.4Hz,H‑22),4.99(d,J＝3.0Hz,H‑
22′)]、一个独立的烯氢质子[δ4.75(d,J＝2.4Hz,H‑12′)]、一个甲氧基δ2.94(s,11‑OCH3)
13
和12个甲基；在 CNMR谱和DEPT谱中，除与上述基团相对应的碳信号之外，还显示两个羧基
碳信号[δC167.1(C‑1),166.8(C‑1′)]、一个半缩醛季碳信号[δC102.8(C‑11)]、14个连氧次
1 1
甲基、8个脂肪族次甲基和5个亚甲基；利用二维核磁共振波谱(H‑ HCOSY、HSQC、HMBC和
ROESY谱)对洋橄榄叶素衍生物I‑1的结构进行了确证；洋橄榄叶素衍生物I‑1的HMBC谱中显
示出11‑OCH3(δH2.94)与C‑11(δC102.8)的相关信号，说明甲氧基连在C‑11上；H‑12′和C‑
10′、C‑11′、C‑14′之间以及H‑10′、H‑13′、H‑15′、H‑19′和C‑11′之间的相关信号，表明在C‑
11′和C‑12′位置发生脱水，二者形成双键；根据以上信息，确定了洋橄榄叶素衍生物I‑1为
平面结构。因此，洋橄榄叶素衍生物I‑1的结构确定为11‑O‑甲基‑11′,12′‑脱氢洋橄榄叶
素。

[0111] 洋橄榄叶素衍生物I‑2的高分辨电喷雾质谱(HR‑ESIMS)给出准分子离子峰m/+
z1057.6045[M+Na] ，结合核磁共振波谱(NMR)数据，确定其分子式为C56H90O17；洋橄榄叶素
衍生物I‑2的紫外光谱、红外光谱以及核磁数据与洋橄榄叶素衍生物I‑1都极为相似；通过
比较二者的核磁数据发现，洋橄榄叶素衍生物I‑1中的C‑11甲氧基被一个乙氧基取代[δ
H3.26(1H,dq,J＝15.0,7.2Hz),3.19(1H,dq,J＝15.0,7.2Hz),1.03(3H,t,J＝7.2Hz)；δ
C53.1,15.1]，即变为洋橄榄叶素衍生物I‑2；洋橄榄叶素衍生物I‑2的结构同样得到了二维
1 1 1 1
核磁共振波谱(H‑ HCOSY、HSQC、HMBC和ROESY谱)的确证；以上乙基质子之间的 H‑HCOSY相
关信号，以及两个连氧亚甲基质子(δH3.26和3.19)与甲基碳(δC15.1)、甲基质子(δH1.03,
3H)与连氧亚甲基碳信号(δC53.1)之间的HMBC相关信号，均证明乙氧基的存在；甲基质子(δ
H3.26)与C‑11(δC102.9)之间的HMBC相关信号，说明乙氧基连在C‑11上；洋橄榄叶素衍生物
I‑2的ROESY和CD谱与洋橄榄叶素衍生物I‑1也极相似，说明它们的绝对构型相同。因此，洋
橄榄叶素衍生物I‑2的结构确定为11‑O‑乙基‑11′,12′‑脱氢洋橄榄叶素。

[0112] 对比例1

[0113] 洋橄榄叶素衍生物结构式如式I‑3所示，记为洋橄榄叶素衍生物I‑3：

[0114]

[0115] 对比例4

[0116] 洋橄榄叶素衍生物结构式如式I‑4所示，记为洋橄榄叶素衍生物I‑4：

[0117]

[0118] 测试例

[0119] 将左氧氟沙星、洋橄榄叶素衍生物I‑1和I‑2进行抗菌活性测试，并与洋橄榄叶素衍生物I‑3和I‑4进行对比，测试方法为二倍梯度稀释法。左氧氟沙星、洋橄榄叶素衍生物I‑
1～I‑4的最低抑菌浓度(MIC)测试结果如表4所示：

[0120] 表4左氧氟沙星、洋橄榄叶素衍生物I‑1～I‑4的最低抑菌浓度测试结果

[0121]

[0122]

[0123] 由表4可知，洋橄榄叶素衍生物I‑1和I‑2对甲氧西林耐药金黄色葡萄球菌(MRSA)、耐万古霉素粪肠球菌(VRE)在内的多种耐药菌的MIC值均在32μg/mL以下，抗菌活性良好。

[0124] 以上所述仅是本发明的优选实施方式，应当指出，对于本技术领域的普通技术人员来说，在不脱离本发明原理的前提下，还可以做出若干改进和润饰，这些改进和润饰也应
视为本发明的保护范围。