复合菌株、菌剂及其应用

摘要

一种复合菌株、菌剂及其应用，该复合菌株由分离、筛选活性污泥得到的保藏编号为CGMCC No.20581的肠杆菌C1‑3和保藏编号为CGMCC No.20582的泛菌A1组成，还提供了该复合菌株或者含该复合菌株的菌剂在脱氮处理中应用，取得了高效脱氮处理效果。本发明构建的复合菌株脱氮体系在硝酸盐(沼液)脱氮方面具有较好的应用价值。

权利要求

1.一种复合菌株，其特征在于，所述复合菌株由保藏编号为CGMCC No.20581的肠杆菌(Enterobacter sp.)C1‑3和保藏编号为CGMCC No.20582的泛菌(Pantoea sp.)A1组成。

2.一种如权利要求1所述的复合菌株在脱氮处理中的应用。

3.一种含有如权利要求1所述的复合菌株的菌剂。

4.根据权利要求3所述的菌剂，其特征在于，所述复合菌株的肠杆菌C1‑3与泛菌A1的菌种数量比为5∶(4～6)。

5.根据权利要求3所述的菌剂，其特征在于，所述菌剂为所述复合菌株在厌氧环境下接种培养至对数生长期，再经清洗、重悬得到的种子液。

6.根据权利要求5所述的菌剂，其特征在于，所述种子液的OD600为0.6～1。

7.一种如权利要求3至6中任一项所述的菌剂在脱氮处理中的应用。

8.一种使用如权利要求1所述的复合菌株或如权利要求3至6中任一项所述的菌剂将硝酸盐废水进行脱氮处理的方法，其特征在于，所述方法包括如下步骤：将所述复合菌株或菌剂投入硝酸盐废水中进行反硝化脱氮反应。

9.根据权利要求8所述的方法，其特征在于，所述硝酸盐废水中化学需氧量COD与总氮TN比值不大于2。

10.根据权利要求8或9所述的方法，其特征在于，所述反硝化脱氮反应为：在温度为28～32℃、转速为120～180rpm条件下反应72～80h。

11.根据权利要求8或9所述的方法，其特征在于，所述菌剂的接种量8～12％；所述菌剂的光密度值OD600为0.6～1。

说明书

复合菌株、菌剂及其应用

技术领域

[0001] 本发明涉及脱氮技术领域，尤其涉及一种复合菌株、菌剂及其应用。

背景技术

[0002] 随着城镇区域点源污染的全面管控，中国集约化畜禽养殖逐步凸显，畜禽养殖废水中含有大量化学需氧量(COD)和氨氮；针对畜禽废水高有机质的特点，目前普遍采用厌氧发酵方式获得价值较高的沼气，从而实现能源化。厌氧发酵阶段实现了有机质向CH4的生物转化，但对氨氮(氨氮≈500mg/L)的去除并不明显，因此显著降低了沼液的COD/TN(总氮)比，目前畜禽沼液的COD/TN比约为1.8(COD≈1000mg/L；TN≈600mg/L)，明显低于城市污水的4.0(COD≈350mg/L；TN≈85mg/L)；为实现畜禽沼液的生物脱氮，主要采取城市污水系统的全程硝化反硝化工艺，畜禽沼液的低C/N将影响反硝化过程中硝酸盐的生物脱除，目前普遍通过外加碳源与延长水力停留时间的手段来实现出水总氮的达标，但是该方法增加了运行成本和剩余污泥量。

发明内容

[0003] 有鉴于此，本发明的主要目的在于提出一种复合菌株、菌剂及其应用，该复合菌株能够定向转化硝酸盐和亚硝酸盐，实现高效的脱氮处理，能够解决低C/N畜禽沼液脱氮处理过程中存在的成本高和污泥量大的问题。

[0004] 为实现上述目的，本发明的技术方案如下：

[0005] 作为本发明的第一方面，提供了一种复合菌株，所述复合菌株由保藏编号为CGMCC No.20581的肠杆菌(Enterobacter sp.)C1‑3和保藏编号为CGMCC No.20582的泛菌(Pantoea sp.)A1组成。

[0006] 作为本发明的第二方面，提供了一种如上所述的复合菌株在脱氮处理中的应用。

[0007] 作为本发明的第三个方面，提供了一种含有如上所述的复合菌株的菌剂。

[0008] 在本发明的一些实施例中，所述复合菌株的肠杆菌C1‑3与泛菌A1的菌种数量比为5∶(4～6)，能够取得良好的脱氮效果。

[0009] 在本发明的一些实施例中，所述菌剂为所述复合菌株在厌氧环境下接种培养至对数生长期，再经清洗、重悬得到的种子液，所述种子液的OD600优选为0.6～1。

[0010] 作为本发明的第四个方面，提供了一种如上所述的菌剂在脱氮处理中的应用。

[0011] 作为本发明的第五个方面，提供了一种使用如上所述的复合菌株或如上所述的菌剂将硝酸盐废水进行脱氮处理的方法，包括如下步骤：

[0012] 将所述复合菌株或菌剂投入硝酸盐废水中进行反硝化脱氮反应。

[0013] 在本发明的一些实施例中，所述硝酸盐废水中化学需氧量COD与总氮TN比值不大于2。

[0014] 在本发明的一些实施例中，所述反硝化脱氮反应为：在温度为28～32℃、转速为120～180rpm条件下反应72～80h。通过反应条件的限制，能够提高复合菌株的脱氮效率，能够提高硝酸盐废水中总氮的去除率。

[0015] 在本发明的一些实施例中，所述菌剂的接种量8～12％；所述菌剂的光密度值OD600为0.6～1。通过限定菌剂的OD600、接种量以及菌株配比，能够保障硝酸盐废水中的菌种浓度，更好地促进菌株的反硝化反应。

[0016] 脱氮通常主要是利用硝化作用将氨氮氧化为亚硝酸，再进一步氧化为硝酸，然后依靠反硝化作用以硝酸为底物耦合有效碳源还原成氮气，使水中含氮物质最终进入大气环境；其中，功能微生物在沼液脱氮工艺中有重要作用，这些关键微生物在氮转化方面具有多样性，通过微生物群落间的作用可在系统中建立有效的氮转化网络途径；在实现本发明的过程中，发明人发现，通过肠杆菌C1‑3将硝酸盐转化为亚硝酸盐，再经泛菌A1将亚硝酸盐还原成氮气，进而能够实现脱氮处理，并能够对低COD/TN比值的畜禽沼液进行高效脱氮处理。

[0017] 从上面所述可以看出，本发明提供的复合菌株、菌剂及其应用至少包括如下有益效果：

[0018] 本发明根据生物脱氮的硝酸盐还原成亚硝酸盐和亚硝酸盐还原成氮气的关键两个步骤为核心，分别定向筛选得到硝酸盐还原菌和亚硝酸盐还原菌(即肠杆菌C1‑3菌株和泛菌A1菌株)，并通过肠杆菌C1‑3菌株将硝酸盐转化为亚硝酸盐，再通过泛菌A1菌株将亚硝酸盐还原成氮气，实现对畜禽沼液的高效脱氮处理。

附图说明

[0019] 为了更清楚地说明本发明实施例或现有技术中的技术方案，下面将对实施例或现有技术描述中所需要使用的附图作简单地介绍，显而易见地，下面描述中的附图仅仅是本发明的一些实施例，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动的前提下，还可以根据这些附图获得其他的附图。

[0020] 图1为本发明实施例提供的肠杆菌C1‑3的菌落形态图；

[0021] 图2为本发明实施例提供的泛菌A1的菌落形态图；

[0022] 图3为本发明实验例提供的肠杆菌C1‑3的对硝酸盐氮的去除结果；

[0023] 图4为本发明实验例提供的泛菌A1的对亚硝酸盐氮的去除结果；

[0024] 图5为本发明实验例提供的肠杆菌C1‑3和泛菌A1的复合菌株对硝酸盐氮的去除结果。

具体实施方式

[0025] 为使本发明的目的、技术方案和优点更加清楚明白，以下结合具体实施例，并参照附图，对本发明作进一步的详细说明。

[0026] 本发明各实施例采用的原料如下：

[0027] LB培养基(每升)：由10.0g胰蛋白，5.0g酵母提取物，10.0g NaCl、18.0g琼脂和去离子水组成。

[0028] 富集培养基(EM1)(pH＝7.0)每升包含以下试剂：0.2g KNO3、0.566g柠檬酸钠、5％(质量体积比，g/mL)的微量元素和蒸馏水，该微量元素由2.5g MgSO4·7H2O、6.5g K2HPO4·3H2O、0.04g MnSO4·H2O、2.5g NaCl、0.05g FeSO4·7H2O组成。

[0029] 富集培养基(EM2)(pH＝7.2)：每升包含5g葡萄糖，1g NaCl，0.5g NaNO2，0.02g MgSO4、4g KH2PO4、6g K2HPO4，蒸馏水定容至1L。

[0030] 反硝化培养基(DM1)(pH 7.0～7.3)：每升包括0.2g KNO3、10.55g Na2HPO4·12H2O、1.5g KH2PO4、0.1g MgSO4·7H2O、0.566g柠檬酸钠、0.2％(质量体积比，g/mL)的痕量元素(包括50.0g EDTA‑Na2、2.2g ZnSO4、5.5g CaCl2、5.06g MnCl2·4H2O，5.0g FeSO4·
7H2O，1.57g CuSO4·5H2O、1.61g CoCl2·6H2O)和蒸馏水。

[0031] 反硝化培养基(DM2)(pH 7.2～7.5)：每升包括1g葡萄糖、0.02g NaNO2、0.02g MgSO4、0.1g柠檬酸钠、0.1g K2HPO4，蒸馏水定容至1L。

[0032] 采用设备如下表：

[0033]

[0034] 实施例1

[0035] 本实施例为肠杆菌C1‑3菌株和泛菌A1菌株的筛选和纯化：

[0036] 1、构建微生物菌种库：

[0037] 1.1、使用 SPIN Kit for Soil(MP Biomedicals,CA,USA)土壤DNA提取试剂盒对充分混匀并冷冻干燥后的活性污泥样品进行DNA的提取，其中该活性污泥样品为来源于中科院亚热带生态研究所金井试验站畜禽养殖废水处理系统的畜禽沼液处置装置中的活性污泥沉积物；并使用F27和1492R作为引物、以提取的DNA为模板进行PCR扩增，50ul扩增体系为2×Taq PCR Master Mix 25ul，F27 1ul，1492R 1ul，DNA模板2ul，ddH2O 
21ul。扩增程序为94℃预变性1min，94℃变性30s,57℃退火20s，72℃延伸30s，最后在72℃条件下延伸10min，并用 ND‑1000spectrophotometer(
Technologies,Wilmington,DE,USA)测定提取的总DNA浓度；最后将DNA样品放‑20℃冰箱进行保存；

[0038] 1.2、基于二代基因测序平台，对16S rDNA PCR产物进行高通量测序，探究环境样品中的微生物多样性；细菌16S  rDNA基因的V3‑V4  region使用引物338F：5’‑ACTCCTACGGGAGGCAGCAG‑3’(SEQ ID NO.1)，806R：5’‑GGACTACHVGGGTWTCTAAT‑3’(SEQ ID NO.2)在PCR(Eastwin,China)仪上进行扩增；PCR产物先使用2％的琼脂糖凝胶进行回收，然后使用AxyPrep DNA Gel Extraction Kit(Axygen Biosciences,Union City,CA,USA)进行纯化，然后通过琼脂糖凝胶电泳检测条带的单一性并进行高通量检测；

[0039] 1.3、16S rRNA基因测序数据通过美吉生物分析平台(网站地址为https://cloud.majorbio.com/)进行分析，按照barcode序列将原始数据中的不同样品区分开，并将16S rRNA序列相似度大于97％的物种归为一个OTU，并通过RDP分类数据库进行分类注释，为了消除测序量不同带来的偏差，对数据进行最小序列数抽平，后续的分析全部采用该抽平后的OTU表。

[0040] 2、肠杆菌C1‑3菌株的筛选和纯化

[0041] 2.1、富集培养

[0042] 在超净工作台上向装有灭菌的100ml磷酸盐缓冲溶液(PBS)和5‑10粒玻璃珠的250ml厌氧血清瓶中按照重量体积比为10％的比例加入10g畜禽沼液处置装置中的活性污泥沉积物(活性污泥沉积物来源于中科院亚热带生态研究所金井试验站畜禽养殖废水处理系统)，并在30℃的恒温振荡器中以150rpm的速度振荡30min，以便充分释放底泥中的微生物；然后将10ml的沉积物悬浮液转移到新鲜EM1培养基中，在富集阶段，每2天吸出10ml EM1和微生物的混合溶液，并转移到新鲜的EM1中，在30℃的恒温振荡器(150rpm)上摇床培养30天；

[0043] 2.2、分离纯化

[0044] 在EM1中摇床培育30天后，将经过10倍稀释的0.1mL细菌悬浮液接种在DM1琼脂平板上，用无菌涂布棒进行涂布，并在30℃恒温培养箱中培养，将具有不同外观和形态的培养菌落在新鲜的DM1固体平板上用接种环划线分离，以此可得到单菌落，并把单菌落在DM1固体培养基上纯化三代；

[0045] 2.3、转化能力验证

[0046] 取处于对数生长期的菌液40mL，5000rpm离心5min收集菌体后用灭菌的1×PBS将各菌体分别漂洗3次以去除残留的培养基；漂洗完成后用1×PBS将菌体重悬，吹吸混合均匀，将重悬菌液3mL接种到灭菌的30ml DM1中，并在150rpm，30℃条件下测定其对硝酸盐降解情况；每个代表菌株分别设置3个平行组，选取硝酸盐降解最好的菌种编号为C1‑3菌株。

[0047] 2.4、菌株的分子生物学鉴定

[0048] 将C1‑3菌株在牛肉膏蛋白胨琼脂培养基上划线培养24h，培养结果如图1所示：C1‑3菌株大菌落呈圆形边缘整齐，湿润，表面光滑，乳白色半透明，小凸起；

[0049] 对C1‑3菌株进行革兰氏染色鉴定该菌为革兰氏阴性；

[0050] 利用细菌DNA提取的专用试剂盒(Fast DNA Spin Kit for Soil、MP bio,USA)提取C1‑3菌株的DNA，选取PCR的通用引物F27：5’‑AGAGTTTGATCCTGGCTCAG‑3’(SEQ ID NO.3)和1492R：5’‑TACGGYTACCTTGTTACGACTT‑3’(SEQ ID NO.4)为扩增引物，配制50μL PCR反应体系(2×Taq PCR Master Mix 25μL，F27(10μM)1μL，1492R(10μM)1μL)，稍后启动以下PCR扩增程序：95℃预变性5min；95℃变性30s、55℃退火30s、72℃延伸1min，扩增30个循环；72℃最终延伸10min；PCR扩增完成后，把PCR产物注入到1％琼脂糖凝胶孔中，在120V电压条件下电泳30min，然后用凝胶成像仪分析结果；扩增成功的基因序列被送去北京睿博兴科生物技术有限公司进行Sanger测序，并与构建的微生物菌种库进行比对，确定该菌株属于微生物菌种库中的一种，然后通过Blast进行序列比对获得该菌株属于肠杆菌，划定名称为肠杆菌C1‑3菌株；

[0051] 2.5、菌株保存

[0052] 采用了4℃牛肉膏蛋白胨斜面保藏和甘油悬液低温冷冻保藏方法保存菌种；具体地甘油悬液低温冷冻保藏方法为：50％的甘油与LB培养的菌种悬液1∶1混合，在‑80℃低温保存，甘油的终浓度在25％左右。该肠杆菌C1‑3菌株于2020年9月1日送交中国普通微生物菌种保藏管理中心保藏，保藏编号为CGMCC No.20581。

[0053] 3、泛菌A1菌株的筛选和纯化

[0054] 3.1、富集培养

[0055] 在超净工作台上向装有灭菌的100ml磷酸盐缓冲溶液(PBS)和5‑10粒玻璃珠的250ml厌氧血清瓶中按照重量体积比10％的比例加入10g畜禽沼液处置装置中的活性污泥沉积物，并在30℃的恒温振荡器中以150rpm的速度振荡30min，以便充分释放底泥中的微生物；然后将10ml的沉积物悬浮液转移到新鲜EM2培养基中，在富集阶段，每2天吸出10ml EM2和微生物的混合溶液，并转移到新鲜的EM2中，在30℃的恒温振荡器(150rpm)上摇床培养30天；

[0056] 3.2、分离纯化

[0057] 在EM2中摇床培育30天后，将10倍稀释的0.1mL细菌悬浮液接种在DM2琼脂平板上，用无菌涂布棒进行涂布，并在30℃恒温培养箱中培养，将具有不同外观和形态的培养菌落在新鲜的DM2固体平板上用接种环划线分离，得到单菌落，并把单菌落在DM2固体培养基上纯化三代；

[0058] 3.3、转化能力验证

[0059] 取处于对数生长期的菌液40mL，5000rpm离心5min收集菌体后用灭菌的1×PBS将各菌体分别漂洗3次以去除残留的培养基，漂洗完成后用1×PBS将菌体重悬，吹吸混合均匀，将重悬菌液接种到灭菌的30ml DM2中并在150rpm，30℃条件下培养72h后，测定其对亚硝酸盐氮降解情况，每个代表菌株分别设置3个平行组，选取硝酸盐降解最好的菌种编号为A1菌株。

[0060] 3.4、菌株的分子生物学鉴定

[0061] A1菌株在牛肉膏蛋白胨琼脂培养基上划线培养24h，培养结果如图2所示：A1菌株大菌落呈圆形边缘整齐，湿润，表面光滑，浅黄色，小凸起；

[0062] 对A1菌株进行革兰氏染色鉴定为革兰氏阴性；

[0063] 利用细菌DNA提取的专用试剂盒(Fast DNA Spin Kit for Soil、MP bio,USA)提取A1的DNA，选取PCR的通用引物F27：5’‑AGAGTTTGATCCTGGCTCAG‑3’(SEQ ID NO.3)和1492R：5’‑TACGGYTACCTTGTTACGACTT‑3’(SEQ ID NO.4)为扩增引物，配制50μL PCR反应体系(2×Taq PCR Master Mix 25μL，F27(10μM)1μL，1492R(10μM)1μL)，稍后启动以下PCR扩增程序：95℃预变性5min；95℃变性30s、55℃退火30s、72℃延伸1min，扩增30个循环；72℃最终延伸10min；PCR扩增完成后，把PCR产物注入到1％琼脂糖凝胶孔中，在120V电压条件下电泳30min，然后用凝胶成像仪分析结果；扩增成功的基因序列被送去北京睿博兴科生物技术有限公司进行Sanger测序，并与构建的微生物菌种库进行比对，确定该菌株属于微生物菌种库中的一种，然后，通过Blast进行序列比对获得该菌株属于肠杆菌，划定名称为泛菌A1菌株。

[0064] 3.5、菌株保存

[0065] 采用了4℃牛肉膏蛋白胨斜面保藏和甘油悬液低温冷冻保藏方法保存菌种；具体地甘油悬液低温冷冻保藏方法：50％的甘油与LB培养的菌种悬液1∶1混合，在‑80℃低温保存，甘油的终浓度在25％左右。该泛菌A1菌株于2020年9月1日送交中国普通微生物菌种保藏管理中心保藏，保藏编号为CGMCC No.20582。

[0066] 实施例2

[0067] 本实施例为一种菌剂，该菌剂包含泛菌A1菌株和肠杆菌C1‑3菌株，其中，泛菌A1菌株和肠杆菌C1‑3菌株菌种数量比为1:1。

[0068] 上述菌剂的通过如下方法制备得到：

[0069] 将氩气冲洗到血清瓶中，为厌氧反硝化微生物提供厌氧条件，将肠杆菌C1‑3菌株和泛菌A1菌株按照1:1的比例注入4ml无菌蒸馏水中，并使用无菌注射器注入装有40ml LB液体培养基的血清瓶中，培养12h后，收集对数生长期的培养液，并在离心机中5000rpm离心5分钟，然后用灭菌的1×PBS冲洗3次，除去残留的LB培养基，然后采用1×PBS重悬细菌，即得上述菌剂。

[0070] 实验例1

[0071] 本实验例为肠杆菌C1‑3菌株对硝酸盐生物转化的研究

[0072] 将氩气冲洗到血清瓶中，为厌氧反硝化微生物提供了厌氧条件，将肠杆菌C1‑3菌株注入4ml无菌蒸馏水中，并使用无菌注射器注入装有40ml LB液体培养基的血清瓶中，培养12h后，收集对数生长期的培养液，并在离心机中5000rpm离心5分钟，然后用灭菌的1×PBS冲洗3次，除去残留的LB培养基，然后采用1×PBS重悬细菌，重悬的细菌溶液的OD600为1.42并以10％的接种量接种到灭菌的DM1(KNO3为唯一氮源，浓度为30mg/L)中，并在
150rpm，30℃下培养72h，每个菌株设置三个平行；

[0073] 硝酸盐转化结果如图3所示，由图3可知：0‑4h为菌株的迟缓期，4‑24h为菌株的对‑数期，24‑72h为菌株的稳定期；在起初的12h内培养液中硝酸氮(NO3‑N)的浓度迅速下降，肠杆菌C1‑3菌株对硝酸氮的降解率达到82％；24h后进入稳定期后肠杆菌C1‑3菌株对硝酸氮的转化速率减慢；总体而言，72h时后肠杆菌C1‑3菌株均可把浓度28mg/L的硝酸氮完全转‑
化，转化率达到100％；此外，起初的12h内，随着硝酸氮的快速转化，亚硝酸氮(NO2‑N)的含量会随之急速上升，到72h时培养液中亚硝酸氮的含量达到了24.150mg/L。

[0074] 实验例2

[0075] 本实验例为泛菌A1对亚硝酸盐生物转化的研究

[0076] 将氩气冲洗到血清瓶中，为厌氧反硝化微生物提供了厌氧条件，将泛菌A1菌株注入4ml无菌蒸馏水中，并使用无菌注射器注入装有40ml LB液体培养基的血清瓶中，培养12h后，收集对数生长期的培养液，并在离心机中5000rpm离心5分钟，然后用灭菌的1×PBS冲洗3次，除去残留的LB培养基。然后将细菌悬浮液与1×PBS均匀混合，将重悬的细菌溶液的OD600为1.37，并以10％的接种量接种到灭菌的DM2(NaNO2为唯一氮源，浓度为30mg/L)中，并在150rpm，30℃下培养72h，每个菌株设置三个平行；

[0077] 亚硝酸盐转化结果如图4所示，由图4可知：0‑6h为菌株的迟缓期，6‑24h为菌株的对数期，24‑72h为菌株的稳定期；菌株在进入到对数生长期后会迅速的转化亚硝态氮，到12h时培养基内亚硝酸氮和TN的含量为7.3和10.54mg/L，此时泛菌A1菌株对亚硝氮的降解率为75.67％，对TN的降解率为67％；随后亚硝氮的降解率趋于缓慢，到72h时培养液内剩余亚硝氮的浓度仅仅为2.2mg/L，该菌株对亚硝氮和TN的降解率分别为92.67％和81.48％，可见泛菌A1菌株在短时间内就可高效的去除亚硝氮，实现了亚硝态氮向氮气的转化。

[0078] 实验例3

[0079] 本实验例为一种脱氮复合菌株(泛菌A1菌株和肠杆菌C1‑3菌株)分步耦合硝酸盐、亚硝酸盐高效脱氮的研究

[0080] 将氩气冲洗到血清瓶中，为厌氧反硝化微生物提供了厌氧条件，将肠杆菌C1‑3菌株和泛菌A1菌株按照1:1的比例注入4ml无菌蒸馏水中，并使用无菌注射器注入装有40ml LB液体培养基的血清瓶中，培养12h后，收集对数生长期的培养液，并在离心机中5000rpm离心5分钟，然后用灭菌的1×PBS冲洗3次，除去残留的LB培养基，然后采用1×PBS重悬细菌，重悬的细菌溶液的OD600为1.62并以10％的接种量接种到灭菌的DM1(KNO3为唯一氮源，浓度为30mg/L)中，并在150rpm，30℃下培养72h，每个菌株设置三个平行；

[0081] 硝酸盐、亚硝酸盐的转化结果如图5所示，由图5可知：复合菌株的生长十分迅速，几乎没有延滞期就进入对数生长期，0‑12h为该菌株的对数生长期，12‑72h为菌株的稳定期；复合菌株在12h时对硝酸氮的转化率达到了90.68％，与单一菌株肠杆菌C1‑3菌株降解硝酸氮的能力相比，前者比后者对硝酸氮的降解效率提高了7.32％，并且该复合菌株对TN的去除效率达到76.50％，此时亚硝氮的累积量最高为4.81mg/L，该值远远低于单一肠杆菌C1‑3菌株积累的亚硝氮含量；到72h时复合菌株可彻底转化硝酸盐氮并且对TN的去除率高达87.68％，此时培养液中亚硝氮的累积量仅仅为1.3mg/L，该值低于单一泛菌A1菌株的累积量2.2mg/L，并且远远低于单一肠杆菌C1‑3菌株亚硝氮的累积量(24.150mg/L)；可见，与单一菌株脱氮相比，该复合菌株可高效实现硝酸盐的全过程脱氮。

[0082] 以上所述的具体实施例，对本发明的目的、技术方案和有益效果进行了进一步详细说明，应理解的是，以上所述仅为本发明的具体实施例而已，并不用于限制本发明，凡在本发明的精神和原则之内，所做的任何修改、等同替换、改进等，均应包含在本发明的保护范围之内。