STING激动剂在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用

摘要

本发明公开了STING激动剂在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用。本发明寻找到了STING激动剂ADU‑S100在镇痛和缓解瘙痒之间的共同通路，开发了STING激动剂DU‑S100的新适应症。

权利要求

1.ADU‑S100在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用，所述慢性瘙痒是阿片类药物诱发的瘙痒。

2.根据权利要求1所述的应用，其特征在于，所述阿片类药物是吗啡。

说明书

STING激动剂在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用

技术领域

[0001] 本发明属于生物医药领域，涉及STING激动剂在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用。

背景技术

[0002] 阿片类药物是临床治疗急、慢性疼痛最重要的镇痛药物。吗啡是一种典型的阿片类药物，在临床上，它仍然被认为是用于缓解剧烈疼痛和痛苦的镇痛疗法的中流砥柱。它通过刺激阿片受体(一种在中枢神经系统中高度表达的G蛋白偶联受体)来引发镇痛作用。然而，阿片类药物可能会引起诸多副作用，例如恶心、呕吐，更重要的是会引起瘙痒，特别是在硬膜外或鞘内给药后。而鞘内注射吗啡引起的瘙痒持续时间较长，治疗困难。与硬膜外给药相比，鞘内给药阿片类药物几乎立即达到脑脊液中的峰值浓度。据统计，全身阿片类药物治疗的患者瘙痒发生率为2～10％，而鞘内阿片类药物治疗的患者瘙痒发生率增加到30％～60％。已观察到孕妇在脊髓阿片类药物治疗后更容易发生瘙痒，发生率为60％～100％，并且似乎呈现剂量依赖性，这可能是由于雌激素与阿片受体的相互作用。严重的瘙痒有时可能比疼痛本身对患者来说更令人不快，严重者甚至会影响患者的术后恢复。阿片类药物相关瘙痒的机制尚不完全清楚。许多具有不同潜在作用机制的不同药物已被用于预防或治疗已确定的瘙痒。它们的相对疗效、最佳剂量和不良反应的可能性尚不清楚。例如，纳洛酮虽然广泛用于控制阿片类药物相关的瘙痒，但可能会逆转阿片类药物的镇痛作用；而缓解急性瘙痒有效的抗组胺药不太可能在预防椎管内阿片类药物引起的瘙痒中发挥任何作用。从阿片受体拮抗剂(纳洛酮、纳布啡)可以逆转阿片类药物相关的瘙痒这一事实表明，可能存在阿片受体介导的中枢机制。总而言之，尽管使用阿片类药物后的瘙痒是一种常见的副作用，但迄今为止，很少有研究阐明这种症状的机制、介质、神经通路和病理生理学。因此，深入阐明阿片类药物诱发的急性瘙痒的发病机制和寻找有效治疗策略是当务之急。

发明内容

[0003] 本发明的目的之一在于提供STING激动剂在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用。

[0004] 本发明的目的之二在于提供包含STING激动剂的药物组合物。

[0005] 为了实现上述目的，本发明采用了如下具体方案：

[0006] 根据本发明的一个方面，本发明提供了STING激动剂在制备治疗慢性瘙痒的药物中的应用。

[0007] 进一步，所述慢性瘙痒是阿片类药物诱发的瘙痒。

[0008] 进一步，所述阿片类药物包括吗啡、芬太尼、哌替啶。

[0009] 在本发明的具体实施方案中，所述阿片类药物是吗啡。

[0010] STING激动剂又可称为促进剂，是指任何可增加STING蛋白的活性、提高STING基因或蛋白的稳定性、上调STING蛋白的表达、增加STING蛋白有效作用时间、或促进STING基因的转录和翻译的物质，这些物质均可用于本发明，作为对于上调STING有用的物质，从而可用于预防或治疗慢性瘙痒。例如所述的促进剂包括核酸促进剂，蛋白促进剂。所述促进剂包括但不限于增加表达STING的载体、STING蛋白或其活性肽。

[0011] 分子生物学领域的技术人员已知许多合适的载体，其选择取决于所期望的功能。载体的非限制性实例包括质粒、黏粒、病毒、噬菌体和其他常规用于例如遗传工程的载体。
本领域技术人员众所周知的方法可以用于构建各种质粒和载体。

[0012] 载体可以是病毒。病毒载体用于引入编码靶标特异性多肽的非内源性核酸序列。病毒载体可以是逆转录病毒载体或慢病毒载体。病毒载体还可以包括编码转导标记的核酸序列。

[0013] 适合与本发明的组合物一起使用的病毒载体包括已鉴定用于人类基因治疗应用的那些。合适的病毒载体包括基于RNA病毒的载体，例如逆转录病毒来源的载体，例如莫洛尼鼠白血病病毒(MLV)来源的载体，并且包括更复杂的逆转录病毒来源的载体，例如慢病毒来源的载体。HIV‑1衍生的载体属于这一类。

[0014] 病毒载体包括逆转录病毒，腺病毒，细小病毒(如腺相关病毒)，冠状病毒，负链RNA病毒(如正粘病毒(如流感病毒)，弹状病毒(如狂犬病和水疱性口炎病毒)，副粘病毒(如，麻疹和仙台病毒)，正链RNA病毒(例如小核糖核酸病毒和甲型病毒)以及双链DNA病毒，包括腺病毒，疱疹病毒(例如1型和2型单纯疱疹病毒和爱泼斯坦‑巴尔病毒和巨细胞病毒)和痘病毒(例如，牛痘，鸡痘和金丝雀痘)。其他病毒包括但不限于诺沃克病毒、披膜病毒、黄病毒、呼肠孤病毒、乳头瘤病毒、肝炎病毒和肝炎病毒。逆转录病毒的例子包括禽类白血病肉瘤、哺乳动物C型、B型病毒、D型病毒、HTLV‑BLV组、慢病毒和泡沫病毒。

[0015] 载体可以是表达载体。根据本发明的表达载体能够指导本发明的核酸分子在宿主中的复制和表达。

[0016] 载体的非限制性实例包括pQE‑12、pUC‑系列、pBluescript(Stratagene)、pET‑系列表达载体(Novagen)或pCRTOPO(Invitrogen)、λgt11、pJOE、pBBR1‑MCS系列、pJB861、pBSMuL、pBC2、pUCPKS、pTACT1、pTRE、pCAL‑n‑EK、pESP‑1、pOP13CAT、E‑027pCAG Kosak‑Cherry(L45a)载体系统、pREP(Invitrogen)、pCEP4(Invitrogen)、pMC1neo(Stratagene)、pXT1(Stratagene)、pSG5(Stratagene)、EBO‑pSV2neo、pBPV‑1、pdBPVMMTneo、pRSVgpt、pRSVneo、pSV2‑dhfr、pIZD35、Okayama‑Berg cDNA表达载体pcDV1(Pharmacia)、pRc/CMV、pcDNA1、pcDNA3(Invitrogen)、pcDNA3.1、pSPORT1(GIBCO BRL)、pGEMHE(Promega)、pLXIN、pSIR(Clontech)、pIRES‑EGFP(Clontech)、pEAK‑10(EdgeBiosystems)、pTriEx‑Hygro(Novagen)和pCINeo(Promega)。适合于巴斯德毕赤氏酵母(Pichia pastoris)的质粒载体的非限制性实例包括例如质粒pAO815、pPIC9K和pPIC3.5K(全部为Invitrogen)。适合于在爪蟾属(Xenopus)胚胎、斑马鱼胚胎以及各种各样的哺乳动物和禽类细胞中表达蛋白质的另一种载体是多用途表达载体pCS2+。

[0017] 在本发明的具体实施方式中，STING激动剂包括促进STING基因表达的试剂、增强STING蛋白活性的试剂。

[0018] 进一步，促进STING基因表达的试剂包括促进STING基因mRNA表达的试剂、促进STING蛋白表达的试剂。

[0019] 进一步，STING激动剂是ADU‑S100。

[0020] 根据本发明的另一个方面，本发明提供了一种药物组合物，所述药物组合物包括阿片类药物和STING激动剂。

[0021] 进一步，所述阿片类药物是吗啡，STING激动剂是ADU‑S100。

[0022] 进一步，吗啡的单位剂量为0.5μg，ADU‑S100的单位剂量至少为ADU‑S1001nmol。

[0023] 进一步，吗啡的单位剂量为0.5μg，ADU‑S100的单位剂量少为ADU‑S100100nmol。

[0024] 本发明所涉及的药物组合物除了包括活性成分，还包括药学上可接受的载体。所述药学上可接受的载体，包括(但不限于)稀释剂、粘合剂、表面活性剂、致湿剂、吸附载体、润滑剂、填充剂、崩解剂。

[0025] 其中，稀释剂如乳糖、氯化钠、葡萄糖、尿素、淀粉、水等；粘合剂如淀粉、预胶化淀粉、糊精、麦芽糖糊精、蔗糖、阿拉伯胶、明胶、甲基纤维素、羧甲基纤维素、乙基纤维素、聚乙烯醇、聚乙二醇、聚乙烯比咯烷酮、海藻酸及海藻酸盐、黄原胶、羟丙基纤维素和羟丙基甲基纤维素等；表面活性剂如聚氧化乙烯山梨聚糖脂肪酸酯、十二烷基硫酸钠、硬脂酸单甘油酯、十六烷醇等；致湿剂如甘油、淀粉等；吸附载体如淀粉、乳糖、斑脱土、硅胶、高岭土和皂粘土等；润滑剂如硬脂酸锌、单硬脂酸甘油酯、聚乙二醇、滑石粉、硬脂酸钙和镁、聚乙二醇、硼酸粉末、氢化植物油、硬脂富马酸钠、聚氧乙烯单硬脂酸酯、单月桂蔗糖酸酯、月桂醇硫酸钠、月桂醇硫酸镁、十二烷基硫酸镁等；填充剂如甘露醇(粒状或粉状)、木糖醇、山梨醇、麦芽糖、赤藓糖、微晶纤维素、聚合糖、偶合糖、葡萄糖、乳糖、蔗糖、糊精、淀粉、海藻酸钠、海带多糖粉末、琼脂粉末、碳酸钙和碳酸氢钠等；崩解剂如交联乙烯吡咯烷酮、羧甲基淀粉钠、低取代羟丙基甲基、交联羧甲基纤维素钠、大豆多糖等。

[0026] 本发明中的药物组合物还可以包括稳定剂、杀菌剂、缓冲剂、等渗剂、螯合剂、pH控制剂及表面活性剂等添加剂。

[0027] 其中，稳定剂包括人类血清蛋白、L‑氨基酸、糖及纤维素衍生物。L‑氨基酸还可以包括甘氨酸、半胱氨酸及谷氨酸中的任意一个。糖类包括单糖，例如葡萄糖、甘露糖、半乳糖、果糖等；糖醇，例如甘露醇、纤维醇、木糖醇等；二糖，例如蔗糖、麦芽糖、乳糖等；多聚糖，例如葡聚糖、羟丙基淀粉、硫化软骨素、透明质酸等及它们的衍生物。纤维素衍生物包括甲基纤维素、乙基纤维素、羟乙基纤维素、羟丙基纤维素、羟丙甲基纤维素及羟甲基纤维素钠。表面活性剂包括离子或非离子表面活性剂，例如聚氧化乙烯烷基酯、山梨聚糖单酰基酯、脂肪酸甘油酯。添加剂缓冲剂可以包括硼酸、磷酸、乙酸、柠檬酸、谷氨酸及相应的盐(它们的碱金属或碱性稀土金属盐，例如钠盐、钾盐、钙盐及镁盐)。等渗剂包括氯化钾、氯化钠、糖及甘油。螯合剂包括乙二胺四乙酸钠及柠檬酸。

[0028] 本发明所述药物组合物可口服给药、非胃肠道给药、通过吸入喷雾给药、局部给药、直肠给药、鼻给药、颊给药、阴道给药或通过植入的贮药装置给药。优选口服给药或注射给药。本发明药物组合物可含有任何常用的无毒可药用载体、辅料或赋形剂。

[0029] 在治疗过程中，可以根据症状的严重程度、复发的频率和治疗方案的生理应答，调整本发明药物组合物的剂量。

[0030] 本发明还提供了一种治疗慢性瘙痒的方法，所述方法包括如下步骤：给有需要者施用前面所述的STING激动剂。

[0031] 进一步，施用前面所述的STING激动剂后注射阿片类药物。

[0032] 优选地，阿片类药物是吗啡。

[0033] 进一步，吗啡的剂量为0.5μg，ADU‑S100的剂量至少为ADU‑S100 1nmol。

[0034] 进一步，吗啡的剂量为0.5μg，ADU‑S100的剂量为ADU‑S100 100nmol。

[0035] 本发明的优点和有益效果：

[0036] 本发明发现了STING激动剂ADU‑S100的新药理作用——防治阿片类药物吗啡诱发的瘙痒；

[0037] 本发明寻找到了STING激动剂ADU‑S100在镇痛和缓解瘙痒之间的共同通路。

附图说明

[0038] 图1显示ADU‑S100对鞘内注射吗啡导致的镇痛效应的影响结果图，其中，A：甩尾潜伏期；B：最大镇痛效应百分比；NS组：鞘内生理盐水注射组；M组：鞘内注射吗啡0.5μg；A1M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 1nmol；A2M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol；A3M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol；n＝8；与NS组相比，#P<0.01，two‑way ANOVA；

[0039] 图2显示ADU‑S100对鞘内注射吗啡所诱发的瘙痒的影响结果图，其中，A：骚抓次数；B：30min总骚抓次数；NS组：鞘内生理盐水注射组；M组：鞘内注射吗啡0.5μg；A1M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 1nmol；A2M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol；A3M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 &
100nmol；n＝8；与NS组相比，#P<0.01；与M组相比，*P<0.01；与A1M组相比，P<0.01；one‑way或two‑way ANOVA；

[0040] 图3显示ADU‑S100对STING表达的影响结果图，其中，A：免疫印记图；B：免疫印记结果统计图；NS组：鞘内生理盐水注射组；M组：鞘内注射吗啡0.5μg；A3M组：吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol；n＝4；与NS组相比，#P<0.01；与M组相比，*P<0.01；one‑way ANOVA；

[0041] 图4显示免疫组化实验结果图，其中，A：免疫组化图；B：免疫组化结果统计图；NS组：鞘内生理盐水注射组；M组：鞘内注射吗啡0.5μg；A3M组：吗啡0.5μg+吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol；n＝4；与NS组相比，#P<0.01；与A组相比，*P<0.01；one‑way ANOVA。

具体实施方式

[0042] 下面结合附图和实施例对本发明作进一步详细的说明。以下实施例仅用于说明本发明而不用于限制本发明的范围。实施例中未注明具体条件的实验方法，通常按照常规条件，例如Sambrook等人，分子克隆：实验室手册(New York:Cold Spring HarborLaboratory Press,1989)中所述的条件，或按照制造厂商所建议的条件。

[0043] 实施例ADU‑S100可有效抑制鞘内注射吗啡所诱发的瘙痒

[0044] 一、实验步骤

[0045] 1、实验材料

[0046] 雄性C57BL/6小30只，6‑8周龄，体重10‑20g，购自中国人民解放军军事医学科学院实验动物中心。采用随机数字表法分为5组(n＝8)：

[0047] 2、实验分组

[0048] 生理盐水组(NS组)：经鞘内注射生理盐水；

[0049] 吗啡组(M组)：经鞘内注射0.5μg吗啡；

[0050] ADU‑S100+吗啡组(A1M组)：经鞘内注射后ADU‑S100 1nmol后，立即经鞘内注射0.5μg吗啡；

[0051] ADU‑S100+吗啡组(A2M组)：经鞘内注射后ADU‑S100 10nmol后，立即经鞘内注射0.5μg吗啡；

[0052] ADU‑S100+吗啡组(A3M组)：经鞘内注射后ADU‑S100 100nmol后，立即经鞘内注射0.5μg吗啡。

[0053] 1、小鼠椎管内吗啡瘙痒造模

[0054] 将小鼠放入含有少量异氟烷的玻璃密封罐中，待其麻醉后，立即取出，俯卧位放置。于小鼠头侧盖一块消毒纱布，左掌于其上轻轻握住鼠身，食指和拇指按压髂骨两侧固定。右手中指于小鼠背部进行定位，小鼠髂嵴水平对应L6棘突，向上可触及L5～6间隙，即为进针位置。右手持10μL微量注射器，与脊柱约成80～90°进针，触及骨质后，将针倾斜至与脊柱成30°左右继续缓慢推进，以鼠尾突然出现侧向摆动为成功标志。鼠尾出现侧摆后停止继续进针，缓慢注入药物(容积5μl)，注射时间不短于2s，注射完成后边旋转边缓慢拔针。完成注射后，将小鼠置于封闭环境内的透明观察笼(15×15×20cm)中，使用摄像机记录鞘内注射后30min内小鼠的行为学表现(摄像前将小鼠至于观察笼中至少1h，使其适应环境)。搔抓行为定义为小鼠后爪对背部、颈部、耳后一次或连续多次搔抓，舔、咬后爪或后爪着地，记作搔抓一次。依据视频回放，由不知情人员进行搔抓次数统计，每5min记录一次小鼠后爪搔抓次数。对结果进行统计学分析，对比各组间有无统计学差异。

[0055] 2、镇痛行为学评估

[0056] 本实验采用热水(52.0±0.5℃)甩尾法评估椎管内给药后的镇痛效果。将小鼠尾部1/2浸入热水中，用秒表记录从小鼠尾部入水至鼠尾迅速甩离水面的时间，此时间为小鼠热水甩尾潜伏期(tail flicking latency，TFL)。小鼠尾部在热水中停留最长时间为10s(cut‑off time)，以免对尾部造成伤害。注射前为基础甩尾潜伏期(pre‑drug latency)，注射后为给药后潜伏期(post‑drug latency)，连续测定3次，每次间隔15s，取平均值。于正式开始测量前训练2、3次，而后测定注射药物前小鼠基础甩尾潜伏期，以及鞘内注射不同药物后30min、60min、90min、120min时间点小鼠甩尾潜伏期。计算最大镇痛效应百分率(percent of maximal possible potential effect，％MPE)，％MPE＝(给药后潜伏期‑基础甩尾潜伏期)/(Cut‑off甩尾潜伏期‑基础甩尾潜伏期)×100％。以％MPE作为镇痛效果的评估指标。对结果进行统计学分析，对比各组间镇痛效果的差异。

[0057] 3、Western blot

[0058] 行为学测定结束后，处死小鼠，取脊髓背角L4～5节段，采用Western blot法测定脊髓背角STING和GAPDH蛋白的表达。脊髓背角组织加入预冷的组织蛋白裂解液，研磨成组织匀浆。将匀浆液4℃离心5min，12000rpm，离心半径10cm，上清液即为脊髓组织总蛋白。将抽提的蛋白95℃下变性5min。应用10％SDS‑PAGEd电泳分离，上样量为15μL，将蛋白转至PVDF膜上，加入5％脱脂奶粉室温封闭2h，洗膜后分别加入一抗，抗兔STING抗体和抗兔GAPDH抗体(均为1：1000，Abcam公司，美国)，4℃孵育过夜，TBST清洗3次，每次5min，加入羊抗兔二抗或羊抗鼠二抗(稀释度1：2000，北京中杉金桥生物有限公司)室温孵育2h，TBST清洗3次，每次5min，暗室内加发光试剂曝光，扫描成像。采用Gene Tools图像分析软件分析条带灰度值，以目的蛋白条带灰度值与STING条带灰度值的比值反映目的蛋白表达水平。

[0059] 4、免疫组化

[0060] 小鼠异氟烷麻醉，取出L4～6脊髓节段，浸入新鲜配置的4％多聚甲醛溶液中固定6h，常规制备石蜡切片(片厚4μm)，采用免疫组化染色法检测STING在脊髓背角中的分布表达情况。具体步骤包括：脱蜡：将石蜡切片置于烘箱内烘烤(60℃，2h)，退去表层石蜡；脱水：
将脱蜡后的切片依次置于二甲苯(Ⅰ、Ⅱ)和梯度乙醇(100％、95％、90％、80％、70％、50％、
30％)溶液缸中脱水，分别浸泡5min，最后使用1XPBS冲洗3遍；抗原修复：将脱水后的切片浸到枸橼酸缓冲液(0.01M)中，高温加热煮沸并持续3min(95℃)，待切片自然冷却至室温后再次加热2min，然后切片自然冷却；在切片上滴加适量的过氧化物酶阻断剂，孵育15min(室温)，以阻断内源性过氧化氢酶造成的非特异性染色，然后1XPBS冲洗3遍；切片上滴加5％牛血清白蛋白(BSA)，孵育20min(室温)，弃BSA，自然晾干；切片上滴加STING一抗100μL(1:500稀释)，4℃孵育过夜；弃切片上STING一抗，用1XPBS冲洗3遍后，滴加辣根过氧化物酶标记的二抗100μL(1:1000稀释)，孵育60min(室温)，用1XPBS冲洗3遍；滴加新鲜配制DAB工作液(A、B母液各500μL)到切片上，立即将切片置于100倍显微镜下观察，当发现切片呈黄褐色时(约
5min)，用自来水中清洗切片3次；滴加适量的苏木素染液到切片上，约5min，使细胞核染色；
切片上滴加适量的1％盐酸酒精进行分色，停留5秒后，将盐酸酒精用自来水洗净；将切片依次放到梯度乙醇(30％、50％、70％、80％、90％、95％、100％)溶液缸和二甲苯(Ⅰ、Ⅱ)中脱水、透明(各5min)，用1XPBS冲洗2遍，滴加适量中性树胶，封片，晾干；显微镜观察：DAB显色呈棕黄色，即阳性细胞。每个标本随机抽取5张切片，每张切片在光镜下(X200)观察，选取大鼠脊髓背角不重叠的5个高倍视野，对阳性神经细胞进行标记，以积分光密度评估STING的蛋白表达情况。采用Image J图像分析软件分析处理所有染色图象。

[0061] 6、统计学分析：采用SPSS 23.0统计学软件进行分析，正态分布的计量资料以均数±标准差(±s)表示，随机区组设计的计量资料比较采用单因素方差分析，重复测量设计的计量资料比较采用重复测量设计的方差分析，P<0.05为差异具有统计学意义。

[0062] 二、实验结果

[0063] 1、椎管内吗啡注射可缓解疼痛，但会诱发瘙痒

[0064] 首先评估鞘内注射吗啡在小鼠中的镇痛作用及其行为学变化(图1A和B)。各组小鼠基础甩尾潜伏期为2～4s。基于热水甩尾潜伏期计算各组小鼠％MPE值。鞘内注射前小鼠％MPE值均为0，即基础水平。NS组小鼠在鞘注前及鞘注给药后2h内，各个时间点％MPE均无明显变化。鞘内注射吗啡组小鼠，鞘注后30min和60min热水甩尾潜伏期和％MPE显著高于NS组，P<0.01，提示鞘内注射吗啡0.5μg镇痛作用明显。

[0065] 然后探究吗啡是否可引起小鼠的瘙痒行为(图2A和B)。根据录像回放，NS组小鼠未观察到明显搔抓，30min搔抓次数为3～7次左右，可作为小鼠搔抓行为的基线水平。鞘内注射吗啡组的小鼠搔抓次数较NS组明显增加，P<0.01。且经分析发现，小鼠鞘内注射吗啡后搔抓反应存在时间依赖性。在给药后0～5min小鼠开始出现瘙痒症状，10～15min瘙痒最为明显，15～20min内搔抓次数稍降低，鞘内给药20min后，搔抓次数迅速减少。

[0066] 2、ADU‑S100输注可剂量依赖性降低椎管内注射吗啡引起的瘙痒，同时不影响吗啡的镇痛作用

[0067] 为探究鞘内注射ADU‑S100输注是否可降低椎管内注射吗啡引起的瘙痒，将小鼠随机分为NS组、鞘内注射吗啡0.5μg、吗啡0.5μg+ADU‑S100 1nmol、吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol和吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol组(n＝6)共5组。

[0068] 瘙痒行为学方面(图2A和B)，NS鞘内注射不引起小鼠搔抓。鞘内注射吗啡0.5μg如前所述会引起小鼠瘙痒。将吗啡与不同剂量ADU‑S100联合应用，通过对搔抓次数的统计和分析，发现ADU‑S100可使椎管内注射吗啡所引起的皮肤瘙痒得到有效缓解。

[0069] 吗啡0.5μg+ADU‑S100 1nmol组在各时间段总搔抓次数仍高于NS组，具有统计学意义，P<0.05。但在给药后相应时间段内与吗啡0.5μg组相比，搔抓次数与未见明显差异(P>0.05)。

[0070] 增加ADU‑S100至10nmol，与吗啡联合应用，用同样的方法对小鼠瘙痒行为进行评估和统计学分析后，吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol组小鼠在给药后0～5min、5～10min和10～15min内搔抓次数与相应时间段内吗啡0.5μg组相比显著降低，P<0.01，但在给药后15～20min内搔抓次数与相应时间段内吗啡0.5μg组相比，未见明显差异(P>0.05)。而且，吗啡
0.5μg+ADU‑S100 10nmol组小鼠在给药后0～5min、5～10min和10～15min时间段内与NS组相比，搔抓次数具有统计学意义，P<0.01。故吗啡0.5μg与ADU‑S100 10nmol联合应用，可显著降低椎管内吗啡小鼠的搔抓次数，但搔抓反应仍较对照组明显增加，并未使瘙痒得到完全缓解。

[0071] 增加ADU‑S100至100nmol，与吗啡联合应用，用同样的方法对小鼠瘙痒行为进行评估和统计学分析后，可发现吗啡0.5μg+ADU‑S100剂量增加至100nmol组小鼠在给药后的各个时间段内均未出现明显搔抓行为，与同时间段NS组相比，均无显著差异。其中0～5min及5～10min内，吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol组小鼠搔抓次数明显低于同时间段吗啡0.5μg组，具有统计学意义，P<0.01，且吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol组小鼠在5～10min、10～15min和15～20min时间段，较吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol组，亦显著减少，P<0.01。计数
30min总搔抓次数，可得出吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol组和吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol组均较吗啡0.5μg组显著降低，P<0.01，其中吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol组降低更为明显。因此，吗啡0.5μg联合ADU‑S100 100nmol可使椎管内吗啡小鼠的皮肤瘙痒得到完全缓解，说明ADU‑S100治疗吗啡瘙痒是呈剂量依赖性的，而ADU‑S100 100nmol是吗啡小鼠皮肤瘙痒的最佳治疗剂量。

[0072] 此外，与鞘内注射吗啡0.5μg相比(图1A和B)，吗啡0.5μg+ADU‑S1001nmol、吗啡0.5μg+ADU‑S100 10nmol和吗啡0.5μg+ADU‑S100 100nmol组小鞘注后30min和60min热水甩尾潜伏期和％MPE无统计学差异(P>0.05)，提示ADU‑S100鞘内注射并不影响吗啡的镇痛作用。

[0073] 3、ADU‑S100可能通过增加STING表达，从而减轻椎管内吗啡注射引起的瘙痒[0074] 为了研究STING的表达，行为学测定结束后，处死小鼠，取脊髓背角L4～5节段，采用Western blot法测定脊髓背角STING和GAPDH蛋白的表达。

[0075] 研究发现(图3A和B)，与NS相比，鞘内注射吗啡0.5μg组的STING蛋白表达显著降低(P<0.01)，而STING激动剂ADU‑S100 100nmol可以使下调的STING表达水平显著升高(P>0.05)，STING免疫组化的结果(图4A 和B)与Western blot的结果非常相似，提示ADU‑S100 
100nmol可以抑制吗啡瘙痒模型引起的STING的下调。

[0076] 总之，发现表明，脊髓背角神经元上STING表达降低可能参与了吗啡诱发的瘙痒。STING激动剂ADU‑S100的药理激活作用明显阻止吗啡引起的瘙痒。研究提示，STING激动剂ADU‑S100可能是在治疗阿片类药物引起瘙痒中的一种新型途径。

[0077] 尽管本发明的具体实施方式已经得到详细的描述，但本领域技术人员将理解：根据已经公布的所有教导，可以对细节进行各种修改和变动，并且这些改变均在本发明的保护范围之内。本发明的全部分为由所附权利要求及其任何等同物给出。