辣椒来源纳米囊泡在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用转让专利
申请号 : CN202211629284.1
文献号 : CN115607606B
文献日 : 2023-03-17
发明人 : 王小庆 , 柯晓 , 杨荣丰 , 陈俊羽 , 彭长农
申请人 : 中国医学科学院阜外医院深圳医院(深圳市孙逸仙心血管医院)
摘要 :
本发明属于生物医药技术领域，公开了辣椒来源纳米囊泡在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用。本发明辣椒来源纳米囊泡由辣椒经水提取分离得到，成分天然，无毒副作用，具有良好的生物相容性和安全性，因此具有广阔的应用前景。利用辣椒来源纳米囊泡进行体内外实验，发现其具有强大的保护内皮细胞、抗动脉粥样硬化的作用，且辣椒来源纳米囊泡可口服吸收，并无组织、血管刺激性，为辣椒来源纳米囊泡在动脉粥样硬化防治的应用提供重要依据。
权利要求 :
1.辣椒来源纳米囊泡在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用；
所述的辣椒来源纳米囊泡由辣椒分离得到；
所述的辣椒来源纳米囊泡是将辣椒通过粉碎或破壁加提取剂进行提取分离得到；对提取液进行预离心后除去沉淀，再进行高速离心，所得沉淀即为辣椒来源纳米囊泡；
所述预离心的速度为10000g或以下；
所述高速离心的速度为100000g或以上；
所述提取剂为水或加入缓冲液的水溶液。
2.根据权利要求1所述的应用，其特征在于：所述的药物制成各种药用剂型，剂型包括：片剂、胶囊剂、口服液、冲剂、丸剂、混悬剂、酒剂、酊剂的口服给药的剂型及注射液的给药剂型。
3.根据权利要求1所述的应用，其特征在于：所述的药物还含有一种或以上药学上可接受的赋形剂。
4.根据权利要求3所述的应用，其特征在于：所述的赋形剂包括稀释剂、湿润剂、润滑剂、填充剂、防腐剂中的至少一种。
5.根据权利要求1所述的应用，其特征在于：所述的药物还含有一种或以上药学上可接受的载体。
说明书 :
辣椒来源纳米囊泡在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的
应用
技术领域
[0001] 本发明属于生物医药技术领域，特别涉及辣椒来源纳米囊泡在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
背景技术
[0002] 动脉粥样硬化（Atherosclerosis，AS）的特征是脂质和其他物质沉积在动脉壁内，形成AS斑块，与多种危及生命的心脑血管疾病，如卒中和心肌梗死的风险增加密切相关。内皮的功能和结构完整性是维持血管稳态必不可少的，和血管内皮细胞的功能障碍被认为是AS发病及进展的重要因素。氧化低密度脂蛋白（Oxidized low‑density lipoprotein，oxLDL）是AS的主要危险因素。
[0003] Ox‑LDL可通过多种机制调节AS的发展，包括诱导内皮细胞的损伤和功能障碍。减轻血管内皮损伤来防治AS的研究一直是心脑血管疾病研究的热点，而针对性的抗ox‑LDL对内皮细胞的损伤是很有前景的治疗靶点。有研究报告表明，规律辣椒摄入可以获得显著的心血管获益，但其机制未明。辣椒素（Capsaicin，CAP）是辣椒中含量最丰富且被认可的有效成分之一，它可诱导内皮细胞的内皮一氧化氮合酶（eNOS）的激活，保护内皮细胞免受白细胞粘附，且可抑制oxLDL预处理的内皮细胞的ROS生成和caspase‑3激活。然而辣椒素的口服生物利用度极低，口服辣椒素难以获得有效的内皮保护作用。因此可认为，辣椒在体内的保护作用，可能并非仅仅来源于游离的辣椒素。同时，静脉应用辣椒素会导致严重的局部组织炎症、静脉炎，这也是辣椒素临床应用受限的另一重要因素。
发明内容
[0004] 为了克服上述现有技术的缺点与不足，本发明的首要目的在于提供辣椒来源纳米囊泡（Pepper derived nonavesicles，PDNV）在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0005] 本发明的目的通过下述方案实现：
[0006] 辣椒来源纳米囊泡（PDNV）在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0007] 辣椒来源纳米囊泡（PDNV）在制备预防动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0008] 辣椒来源纳米囊泡（PDNV）在制备治疗动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0009] 所述药物相同或不同的分别包括治疗有效量的辣椒来源纳米囊泡。
[0010] 所述的药物相同或不同的分别可采用常规方法制成各种药用剂型，这些剂型包括：片剂（糖衣片剂、薄膜衣片剂、肠溶衣片剂等）、胶囊剂（硬胶囊剂、软胶囊剂等）、口服液、口含剂、颗粒剂、冲剂、丸剂、丹剂、混悬剂、酒剂、酊剂、滴剂等口服给药的剂型及注射液等口服以外的给药剂型，如针剂等。
[0011] 所述的药物相同或不同的分别还可含有一种或一种以上药学上可接受的载体或赋形剂。
[0012] 所述的赋形剂可包括稀释剂、湿润剂、润滑剂、填充剂、防腐剂等。
[0013] 所述的动脉粥样硬化疾病可包括动脉粥样硬化或由动脉粥样硬化导致的冠心病、脑梗死、脑中风、心肌梗塞、心律失常或外周血管病等。
[0014] 所述的辣椒来源纳米囊泡可由辣椒分离得到。
[0015] 所述的辣椒来源纳米囊泡可通过常规分离方法分离得到。如可对辣椒通过粉碎或破壁加提取剂进行提取分离得到。
[0016] 进一步的，可对提取得到的提取液进行高速离心分离得到。
[0017] 更进一步的，可对提取液进行预离心后除去沉淀，再进行高速离心，所得沉淀即为辣椒来源纳米囊泡。
[0018] 所述预离心的速度可为10000g或以下。通过预离心可将分非目标物质分离除去，减少杂质对于后续离心分离的影响。
[0019] 所述超速离心的速度可为100000g或以上。
[0020] 所述提取剂可为常规使用的水或加入磷酸盐等缓冲液的水溶液。
[0021] 所得辣椒来源纳米囊泡可用PBS等缓冲液重悬从而得到辣椒来源纳米囊泡悬浮液。
[0022] 所述辣椒来源纳米囊泡悬浮液使用前可使用过滤器过滤以获得无菌的辣椒来源纳米囊泡悬浮液。所述的过滤器可为0.22μm的过滤器。
[0023] 具体的，本发明还提供一种辣椒来源纳米囊泡，由辣椒中分离得到；进一步具体由包括以下步骤方法制备得到：将新鲜辣椒破碎后加入水浸泡，分离得到上清液，对上清液在离心力100‑10000g下进行多次的预离心，如可依次在300g、2000g、10000g下分别离心10‑30min，分别取上清液，弃去沉淀；预离心后的上清液在离心力100000g或以上（如135000g）进行超速离心，离心时间可为10‑100min，所得沉淀即为辣椒来源纳米囊泡。
[0024] 进一步的，所述辣椒使用前可先清洗干净、晾干。
[0025] 进一步的，所得辣椒来源纳米囊泡利用PBS重悬，得到辣椒来源纳米囊泡悬液。
[0026] 更进一步的，辣椒来源纳米囊泡悬液可在离心力100000g或以上（如135000g）进行超速离心进一步纯化。
[0027] 本发明辣椒来源纳米囊泡由辣椒经水提取分离得到，成分天然，无毒副作用，具有良好的生物相容性和安全性，因此具有广阔的应用前景。
[0028] 本发明利用辣椒来源纳米囊泡进行体内外实验，发现其具有强大的保护内皮细胞、抗动脉粥样硬化的作用，且辣椒来源纳米囊泡可口服吸收，并无组织、血管刺激性，为辣椒来源纳米囊泡在动脉粥样硬化防治的应用提供重要依据。
附图说明
[0029] 为了更清楚地说明本发明实施例的技术方案，下面将对实施例中所需要使用的附图作简单地介绍，应当理解，以下附图仅示出了本发明的某些实施例，因此不应被看作是对范围的限定，对于本领域普通技术人员来讲，在不付出创造性劳动的前提下，还可以根据这些附图获得其他相关的附图。
[0030] 图1为PDNV的透射电镜图。
[0031] 图2为HUVEC摄取DIL‑PDNV的荧光图（40X）。
[0032] 图3为PDNV、CAP分别对ox‑LDL干预前后HUVEC的增殖活力的影响效果图。
[0033] 图4为PDNV对ox‑LDL抑制HUVEC的迁移能力的影响效果图。
[0034] 图5为PDNV对ox‑LDL抑制HUVEC的成管能力的影响效果图。
[0035] 图6为PDNV改善高脂喂养Apoe‑/‑小鼠的炎症水平。
[0036] 图7为PDNV改善高脂喂养Apoe‑/‑小鼠的动脉粥样硬化。
[0037] 其中，图中数据以means±SD表示，＊P＜0.05；＊＊P＜0.01；＊＊＊P＜0.001。
具体实施方式
[0038] 下面结合实施例对本发明作进一步详细的描述，但本发明的实施方式不限于此。下列实施例中涉及的物料若无特殊说明均可从商业渠道获得。所述方法若无特别说明均为常规方法。
[0039] 一实施方式，辣椒来源纳米囊泡（PDNV）在制备防治动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0040] 另一实施方式，辣椒来源纳米囊泡（PDNV）在制备预防动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0041] 再一实施方式，辣椒来源纳米囊泡（PDNV）在制备治疗动脉粥样硬化疾病药物中的应用。
[0042] 一实施例中，所述药物相同或不同的分别包括治疗有效量的辣椒来源纳米囊泡。
[0043] 一实施例中，所述的药物相同或不同的分别采用常规方法制成各种药用剂型，这些剂型包括：片剂、糖衣片剂、薄膜衣片剂、肠溶衣片剂、胶囊剂、硬胶囊剂、软胶囊剂、口服液、口含剂、颗粒剂、冲剂、丸剂、丹剂、混悬剂、酒剂、酊剂、滴剂等口服给药的剂型及注射液等口服以外的给药剂型，如针剂等。
[0044] 一实施例中，所述的药物相同或不同的分别还含有一种或一种以上药学上可接受的载体或赋形剂。
[0045] 一实施例中，所述的赋形剂包括稀释剂、湿润剂、润滑剂、填充剂、防腐剂等。
[0046] 一实施例中，所述的动脉粥样硬化疾病包括动脉粥样硬化或由动脉粥样硬化导致的冠心病、脑梗死、脑中风、心肌梗塞、心律失常或外周血管病等。
[0047] 一实施例中，所述的辣椒来源纳米囊泡由辣椒分离得到。
[0048] 一实施例中，所述的辣椒来源纳米囊泡通过常规分离方法分离得到。一实施例中，对辣椒通过粉碎或破壁加提取剂进行提取分离得到。
[0049] 一实施例中，对提取得到的提取液进行高速离心分离得到。
[0050] 一实施例中，对提取液经进行预离心后除去沉淀，再进行高速离心，所得沉淀即为辣椒来源纳米囊泡。
[0051] 一实施例中，所述预离心的速度为10000g或以下。通过预离心可将非目标物质分离除去，减少杂质对于后续离心分离的影响。
[0052] 一实施例中，所述超速离心的速度为100000g或以上。
[0053] 一实施例中，所述提取剂为常规使用的水或加入磷酸盐等缓冲液的水溶液。
[0054] 一实施例中，所得辣椒来源纳米囊泡用PBS等缓冲液重悬从而得到辣椒来源纳米囊泡悬浮液。
[0055] 一实施例中，所述辣椒来源纳米囊泡悬浮液使用前使用过滤器过滤以获得无菌的辣椒来源纳米囊泡悬浮液。
[0056] 一实施例中，所述的过滤器为0.22μm的过滤器。
[0057] 一实施例中，一种辣椒来源纳米囊泡，由辣椒中分离得到；进一步具体由包括以下步骤方法制备得到：将新鲜辣椒破碎后加入水浸泡，分离得到上清液，对上清液在离心力100‑10000g下进行多次的预离心，如可依次在300g、2000g、10000g下分别离心10‑30min，分别取上清液，弃去沉淀；预离心后的上清液在离心力100000g或以上（如135000g）进行超速离心，离心时间可为10‑100min，所得沉淀即为辣椒来源纳米囊泡。
[0058] 一实施例中，所述辣椒使用前先清洗干净、晾干。
[0059] 一实施例中，所得辣椒来源纳米囊泡利用PBS重悬，得到辣椒来源纳米囊泡悬液。
[0060] 一实施例中，辣椒来源纳米囊泡悬液在离心力100000g或以上（如135000g）进行超速离心进一步纯化。
[0061] 一实施例中，利用透射电镜对PDNV进行形态学鉴定。由透射电镜（Tecnai G2 SpiritTwin+GATAN 832.10W）观察可见，PDNV呈类圆形或椭圆形的囊泡（见图1），如托盘状，直径分布在50‑200nm。
[0062] 一实施例中，利用颗粒跟踪分析仪（NanoSight NS300）测定PDNV悬浮液中PDNV的11
粒径及其颗粒数。结果显示PDNV平均直径为176.4±9.4nm，颗粒浓度为1.0×10 个/mL。
粒径及其颗粒数。结果显示PDNV平均直径为176.4±9.4nm，颗粒浓度为1.0×10 个/mL。
[0063] 实施例1：UHPLC‑MS/MS检测PDNV中辣椒素（CAP）含量
[0064] （1）样品的准备：取20μL PDNV悬液，加入980μL甲醇混合均匀，‑20℃静置1h；4℃下，12000rpm离心15min，上清液用于LC‑MS/MS分析；
[0065] （2）UHPLC‑MS/MS检测：使用Agilent 1290 Infinity II series (Agilent Technologies) 超高效液相色谱仪，通过Waters TSS T3 柱(2.1mm×100mm, 1.7μm, Agilent Technologies)液相色谱柱对目标化合物进行色谱分离。液相色谱A相为含5mM甲酸铵和0.1%甲酸的水溶液，B相为甲醇。流动相流速为300μL/min，柱温箱温度为35℃，样品盘温度为10℃，进样体积为1μL。进行UHPLC‑MS/MS分析之前，将目标化合物标准溶液引入质谱中。本测试中，所有质谱数据采集及目标化合物定量分析工作，均通过Agilent MassHunter Work Station Software (B.10.00, Agilent Technologies)来完成。其中，以辣椒素（CAP）标准品制备一系列校准溶液，通过对其进行UPLC‑MRM‑MS/MS分析，得到标准曲线；
[0066] （3）检测结果显示PDNV内含的CAP的浓度为340μmol/L。
[0067] 实施例2：HUVEC对PDNV的摄取
[0068] 人脐静脉内皮细胞（Human Umbilical Vein Endothelial Cells，HUVEC）购买自上海中乔新舟生物科技有限公司（zqxzbio，ZQ0446）；
[0069] （1）DIL‑PDNV的配置：将10mg DIL荧光染料探针（Solarbio，D8700）与1011个颗粒数的PDNV共孵育，37℃避光孵育30min，得到DIL‑PDNV；4℃下100000g或以上进行超速离心，如在离心力135000g下离心70min，取沉淀，以PBS缓冲液重悬，得到DIL‑PDNV；
[0070] （2）将P6代HUVEC接种于共聚焦皿，细胞数为1×105个，待细胞贴壁后，以1×108个/mL的浓度加入DIL‑PDNV，37℃避光孵育12h；
[0071] （3）换液，用PBS洗2‑3次，使用多聚甲醛固定30min，固定完成后PBS洗3次，加入DAPI进行核染色，染色30min；
[0072] （4）染色后利用荧光显微镜进行观察，结果见图2。由图可见，DAPI核染色呈现为蓝染，DIL‑PDNV聚集于细胞质，呈现为点状红色荧光信号。
[0073] 实施例3：PDNV对ox‑LDL干预HUVEC的增殖活力的影响
[0074] （1）将P6代HUVEC接种于96孔板中，每孔接种5000个细胞，待细胞完全贴壁后，更换7 8 9 10
含有不同浓度PDNV（0，1×10个/mL，1×10个/mL，1×10个/mL，1×10 个/mL）的ECM完全培养基处理6h；每孔按10:1的体积比例加入CCK‑8试剂，37℃孵育2h，紫外分光光度计检测
450nm的吸光度，结果如图3所示。由图3A可见，低中浓度的PDNV对HUVEC细胞增殖活性存在浓度依赖性促进作用；而高浓度时会抑制其增殖；
含有不同浓度PDNV（0，1×10个/mL，1×10个/mL，1×10个/mL，1×10 个/mL）的ECM完全培养基处理6h；每孔按10:1的体积比例加入CCK‑8试剂，37℃孵育2h，紫外分光光度计检测
450nm的吸光度，结果如图3所示。由图3A可见，低中浓度的PDNV对HUVEC细胞增殖活性存在浓度依赖性促进作用；而高浓度时会抑制其增殖；
[0075] （2）干预分组：①NC组（空白对照组），②CAP组（0.34μmol/L），③PDNV组（1×108个/11
mL）；（根据前述，PDNV浓度为1×10 个/mL时内含CAP浓度为340μmol/L，这里选用0.34μmol/
8
L的CAP与1×10个/mL的PDNV内含的CAP浓度相等）；
mL）；（根据前述，PDNV浓度为1×10 个/mL时内含CAP浓度为340μmol/L，这里选用0.34μmol/
8
L的CAP与1×10个/mL的PDNV内含的CAP浓度相等）；
[0076] 将P6代HUVEC接种于96孔板中，每孔接种5000个细胞，待细胞完全贴壁后，更换ECM完全培养基，按分组设置分别加入试剂进行干预处理6h；每孔按10:1的体积比例加入CCK‑8试剂，37℃孵育2h，紫外分光光度计检测450nm的吸光度，结果如图3所示。由图3B可见，PDNV促进细胞增殖的作用显著强于CAP；
[0077] （3）干预分组：①NC组（空白对照组），②ox‑LDL组（100μg/mL），③PDNV（1×108个/mL）+ox‑LDL（100μg/mL），④CAP（0.34μmol/L）+ox‑LDL（100μg/mL）；
[0078] 将P6代HUVEC接种于96孔板中，每孔接种5000个细胞，待细胞完全贴壁后，按分组8
分别加入试剂后继续培养；其中第③组先加入PDNV（1×10 个/mL）干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第④组先加入CAP干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第①组不添加任何其他试剂，第②组加入ox‑LDL，分别培养
24h。培养结束后，每孔按10:1的体积比例加入CCK‑8试剂，37℃孵育2h，紫外分光光度计检测450nm的吸光度，结果如图3所示。由图3C可见，ox‑LDL显著抑制HUVEC的增殖活性，PDNV可显著逆转ox‑LDL抑制增殖的作用。
分别加入试剂后继续培养；其中第③组先加入PDNV（1×10 个/mL）干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第④组先加入CAP干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第①组不添加任何其他试剂，第②组加入ox‑LDL，分别培养
24h。培养结束后，每孔按10:1的体积比例加入CCK‑8试剂，37℃孵育2h，紫外分光光度计检测450nm的吸光度，结果如图3所示。由图3C可见，ox‑LDL显著抑制HUVEC的增殖活性，PDNV可显著逆转ox‑LDL抑制增殖的作用。
[0079] 实施例4：PDNV对ox‑LDL抑制HUVEC迁移能力的影响
[0080] （1）干预分组：①NC组（空白对照组），②PDNV组（1×108个/mL），③ox‑LDL组（100μ8
g/mL），④PDNV（1×10个/mL）+ox‑LDL（100μg/mL），⑤CAP（0.34μmol/L）+ox‑LDL（100μg/mL）；
g/mL），④PDNV（1×10个/mL）+ox‑LDL（100μg/mL），⑤CAP（0.34μmol/L）+ox‑LDL（100μg/mL）；
[0081] （2）将P6代HUVEC接种于12孔板中，待细胞融合度达到70%后，按分组分别加入试剂8
后继续培养；其中第④组先加入PDNV（1×10个/mL）干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第⑤组先加入CAP干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第①组不添加任何其他试剂，第②组加入PDNV，第③组加入ox‑LDL，分别培养24h；
后继续培养；其中第④组先加入PDNV（1×10个/mL）干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第⑤组先加入CAP干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第①组不添加任何其他试剂，第②组加入PDNV，第③组加入ox‑LDL，分别培养24h；
[0082] （3）培养结束后，加入胰酶消化重悬，离心去胰酶，加入无血清培养基，进行细胞计数；
[0083] （4）每个transwell加入1×104个细胞，相应数量的细胞的总体积控制在80‑100μL；transwell小室下孔内加入400‑450μL的ECM完全培养基，继续培养24h；
[0084] （5）PBS洗1‑2次，甲醇固定20min，弃掉后用1%结晶紫染色10min，PBS清洗后上机拍照，蓝染的细胞为成功迁移的HUVEC，结果如图4所示。由图可见，ox‑LDL可抑制HUVEC的迁移能力，而PDNV可显著逆转这种作用。
[0085] 实施例5：PDNV对ox‑LDL抑制HUVEC体外成管能力的影响
[0086] （1）干预分组：①NC组（空白对照组），②PDNV组（1×108个/mL），③ox‑LDL组（100μ8
g/mL），④PDNV（1×10个/mL）+ox‑LDL（100μg/mL），⑤CAP（0.34μmol/L）+ox‑LDL（100μg/mL）；
g/mL），④PDNV（1×10个/mL）+ox‑LDL（100μg/mL），⑤CAP（0.34μmol/L）+ox‑LDL（100μg/mL）；
[0087] （2）将P6代HUVEC接种于12孔板中，待细胞融合度达到70%后，按分组分别加入试剂8
后继续培养；其中第④组先加入PDNV（1×10个/mL）干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第⑤组先加入CAP干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第①组不添加任何其他试剂，第②组加入PDNV，第③组加入ox‑LDL，分别培养24h；
后继续培养；其中第④组先加入PDNV（1×10个/mL）干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第⑤组先加入CAP干预6h，换液为完全ECM培养基，加入ox‑LDL，继续培养24小时；第①组不添加任何其他试剂，第②组加入PDNV，第③组加入ox‑LDL，分别培养24h；
[0088] （3）培养结束后，用预冷的枪头吸取基质胶，往预冷的96孔板上样，每孔80μL，铺平孔底，放进培养箱孵育30‑60min；
[0089] （4）孵育完成后，按照分组每孔加入1万个细胞，设置3个复孔，37℃培养箱继续培养6h拍照，于倒置显微镜下进行拍照，结果如图5所示。由图可见，ox‑LDL显著抑制HUVEC的成管能力，而PDNV可显著逆转这种作用，且具有相比CAP显著优异的效果。
[0090] 实施例6：PDNV改善高脂喂养Apoe‑/‑小鼠的动脉粥样硬化
[0091] （1）实验对象：8周龄大雄性Apoe‑/‑小鼠；
[0092] （2）实验分组：①对照组（PBS灌胃）；②PDNV灌胃（剂量：1×1010个/kg/次）；③CAP灌胃（剂量：0.034μmol/kg/次），每组5只，每3天给药1次；
[0093] （3）实验步骤：高脂喂养（21%乳脂、0.15%胆固醇）12周，每周根据分组的不同，给予3次灌胃。12周后，小鼠安乐死，并留取血液、主动脉等组织进一步实验；
[0094] （4）炎症因子IL‑1β、IL‑6、IL‑10的测定：参照IL‑1β检测试剂盒（Boxbio，AKFA003C）、IL‑6测定试剂盒（jiancheng，A111‑1‑1）、IL‑10测定试剂盒（A113‑1‑1）的说明书进行小鼠血清的甘油三酯、总胆固醇、低密度脂蛋白胆固醇测定，结果如图6所示。由图可见，较对照组及CAP组，PDNV灌胃组可降低小鼠外周血的IL‑1β、IL‑6（促炎因子），上调IL‑10（抗炎因子）水平，PDNV具有良好的抗炎作用，而CAP经口服不具有该作用；
[0095] （5）主动脉冰冻切片油红O染色：取出小鼠自主动脉弓到腹主动脉的肾动脉分支处，进行OCT包埋，制作冰冻切片，继而进行油红O染色；含脂肪的斑块在油红O染色下呈现橘红色，结果如图7所示，血管内膜上红染、团块状的为动脉粥样硬化斑块。由图可见，相比对照组，PDNV灌胃组可显著减少主动脉斑块的面积，且效果显著优于CAP灌胃组。
[0096] 上述实施例为本发明较佳的实施方式，但本发明的实施方式并不受上述实施例的限制，其他的任何未背离本发明的精神实质与原理下所作的改变、修饰、替代、组合、简化，均应为等效的置换方式，都包含在本发明的保护范围之内。